(UV-VIS) do oznaczania fenoli w wodzie

Pracownia studencka
Katedry Analizy Środowiska
Instrukcja do ćwiczeń laboratoryjnych
Ćwiczenie nr 3
Zastosowanie spektrofotometrii w nadfiolecie
i świetle widzialnym (UV-VIS) do oznaczania
fenoli w wodzie
Nauka o Środowisku
Gdańsk, 2012
Nauka o Środowisku – Ćwiczenie 3
2
1. Wstęp
Fenole są bardzo często używane jako reagenty w przemyśle chemicznym a wśród nich
głównie fenol i krezol. Odprowadzane ze ściekami do środowiska wodnego stanowią poważne
zagrożenie. Znajdują się przede wszystkim w ściekach z koksowni, gazowni, rafinerii, z zakładów
produkcji tworzyw sztucznych, barwników, środków ochrony roślin. Do wód podziemnych fenole
przedostają się z wysypisk odpadów komunalnych, gdzie powstają w wyniku rozkładu białka,
związków humusowych, lignin i innych. Fenole są związkami toksycznymi dla środowiska wodnego
i zakłócają procesy samooczyszczania. Niewielkie ilości fenoli, naturalnie występujące w wodach
lądowych, nie stanowią zagrożenia dla zdrowia. Problem pojawia się w czasie chlorowania wody.
W czasie dezynfekcji wody w wyniku chlorowania substancji humusowych powstają chlorofenole.
Jest to ogólna nazwa pochodnych fenolu, w którym jeden lub więcej atomów wodoru jest
zastąpiony atomem chloru. W sumie tworzą one 19 różnych kongenerów. Wszystkie chlorowe
pochodne fenolu charakteryzują się bardzo intensywnym zapachem, wyczuwalnym w wodzie
nawet na poziomie ppb (części na miliard). Woda pitna po dezynfekcji, zawierająca 4-chlorofenol,
2,4,5-trichlorofenol lub 2,4,6-trichlorofenol jest głównym źródłem narażenia człowieka na toksyczne
działanie chlorofenoli. Dopuszczalna zawartość fenoli, oznaczana jako suma wszystkich
pochodnych fenolu (tzw. indeks fenolowy) została przedstawiona w Tab. 3. Prezentowane stężenia
są wartościami granicznymi w klasach czystości wód od I do V – zarówno dla wód
powierzchniowych, jak i wód podziemnych.
Tab. 1. Wartości graniczne stężeń (mg/l) sumy fenoli (indeks fenolowy)
Chlorofenole przedostają się do naturalnego środowiska wodnego ze ściekami z przemysłu
chemicznego, ale głównie ze źródeł rolniczych na skutek stosowania pestycydów. W warstwach
powierzchniowych wód chlorowe pochodne fenolu ulegają przemianom fotochemicznym,
prowadzącym do powstania nowych związków o różnym stopniu toksyczności i trwałości, np.
fotodegradacja
pentachlorofenolu
prowadzi
do
powstania
około
30
nowych
związków
chemicznych: pochodnych fenolu, katecholi, alkoholi i kwasów karboksylowych. W wodach
chlorofenole ulegają stopniowej adsorpcji w osadach dennych, gdzie ulegają biodegradacji z
udziałem mikroorganizmów. Najbardziej toksycznym i uciążliwym chlorofenolem w środowisku jest
pentachlorofenol (PCP), stosowany głównie jako herbicyd do niszczenia młodych chwastów
dwuliściennych (fungicyd) oraz jako środek do zaprawiania drewna. Techniczny preparat PCP
może być zanieczyszczony polichlorodibenzodioksynami (PCDDs) i polichlorodibenzofuranami
Nauka o Środowisku – Ćwiczenie 3
3
(PCDFs), co znacznie podnosi jego działanie toksyczne. Innym źródłem PCP w środowisku jest
przemysł celulozowo-papierniczy. Powstaje on także w wyniku rozpadu innych pestycydów, tj.
lindanu lub heksachlorobenzenu. PCP wchłania się do ustroju przez przewód pokarmowy, skórę
oraz układ oddechowy. Bez względu na drogę narażenia, pentachlorofenol jest związkiem
toksycznym (LD 27-205 mg/kg), wykazującym u ludzi działanie silnie drażniące na skórę i błony
śluzowe. Przy bezpośrednim kontakcie wywołuje stany zapalne skóry i oparzenia, a przy
wielokrotnym działaniu – trądzik chlorowy i czyraczność. Badania toksykologiczne wykazują, iż
wysokie dawki PCP mogą powodować zmiany mutagenne u zwierząt.
2. Zasada oznaczania fenoli metodą pośrednią
Za pomocą spektrofotometrii UV/VIS można oznaczyć fenole obecne w wodzie lub
ściekach metodą pośrednią, tzn. po przeprowadzeniu ich w barwny związek absorbujący
promieniowanie UV/VIS. Fenole wydziela się z wody za pomocą destylacji z parą wodną z
kwaśnego roztworu (w środowisku kwaśnym fenole są niezdysocjowanymi kwasami lotnymi z parą
wodną, podczas gdy fenolany nie destylują z parą wodną). Do oznaczeń wykorzystuje się
tworzenie przez fenole barwnych pochodnych z 4-aminoantypiryną (1-fenylo-2,3-dimetylo-4aminopirazolonem). Reakcje przeprowadza się w środowisku alkalicznym (pH = 9,8) w obecności
heksacyjanożelazianu(III) potasu jako utleniacza:
Rys. 1. Schemat 4-aminoantypiryny z fenolem w środowisku alkalicznym
Produkty reakcji charakteryzują się barwą od zielonożółtej do pomarańczowej, w zależności
od stężenia fenoli i absorbują promieniowanie w zakresie widzialnym. Pomiaru absorbancji
dokonuje się przy długości fali ʎ = 460 nm. Z uwagi na podatność fenoli na biochemiczne i
chemiczne utlenianie analizę należy wykonać w krótkim czasie (do 4 godz. od momentu pobrania
próbki) lub utrwalić próbkę bezpośrednio po pobraniu. Utrwalenie dokonuje się przez zakwaszenie
kwasem fosforowym(V) wobec oranżu metylowego do pH = 4.0. Bezpośrednio po tym dodaje się
roztwór siarczanu(VI) miedzi(II) - jako inhibitora biodegradacji - w takiej ilości, aby uzyskać
stężenie 1 g/dm3 wody. Jony Cu2+ tworzą nielotne kompleksy z fenolami wielowodorotlenowymi,
Nauka o Środowisku – Ćwiczenie 3
4
wytrącają ewentualne zanieczyszczenia jonami S2- w postaci CuS. Środowisko kwaśne zapobiega
tworzeniu się Cu(OH)2, który utlenia fenole. Jeżeli próbka wody jest zanieczyszczona olejami lub
smarami, należy je usunąć poprzez ekstrakcję tetrachlorkiem węgla.
3. Wykonanie ćwiczenia
3.1. Destylacja z parą wodną
Do kolby kulistej o poj. 500 ml odmierzyć cylindrem 100 ml badanej próbki wody. Dodać do
próbki 5 kropli oranżu metylowego i za pomocą roztworu kwasu fosforowego(V) (1:9, v/v)
doprowadzić pH do poniżej 4,0 (do osiągnięcia barwy bladoróżowej). Następnie wprowadzić 1 ml
roztworu CuSO4 (jeśli próbka była utrwalana, nie należy dodawać H3PO4 i CuSO4). Wprowadzić
kaolin i oddestylować około 90 ml cieczy (ustawienie mocy grzania na regulatorze napięcia ~7),
przerwać destylację na parę minut, po czym dodać do kolby 10 ml wody destylowanej i
kontynuować destylację do uzyskania 100 ml destylatu. Destylat przenieść ilościowo do
rozdzielacza i dalej postępować w taki sam sposób, jak podano dla roztworów wzorcowych.
Zmierzyć absorbancję (A) warstwy chloroformowej, zaś zawartość fenoli (c) odczytać z wykresu
wykonanej krzywej kalibracyjnej A = f(c).
3.2. Sporządzenie krzywej kalibracyjnej
Z roztworu podstawowego fenolu o stężeniu 0,1 mg/ml przygotować roztwór roboczy o
stężeniu 0,001 mg/ml. Do rozdzielaczy o pojemności 500 ml odmierzyć kolejno 0; 10; 20; 40 oraz
60 ml roztworu roboczego fenolu, co odpowiada 0,00; 0,01; 0,02; 0,04 oraz 0,06 mg fenolu.
Zawartość rozdzielaczy uzupełnić wodą destylowaną do objętości 100 ml. Następnie do
rozdzielaczy dodać 5,0 ml buforu amonowego (pH = 9,8). Jeśli roztwór jest za mało alkaliczny
dodawać kroplami amoniak do uzyskania wymaganego pH. Do rozdzielaczy wprowadzić kolejno
3,0 ml 2% roztworu 4-aminoantypiryny i 3,0 ml 8% roztworu heksacyjanożelazianu(III) potasu.
Zawartość rozdzielaczy wymieszać po dodaniu każdego z tych odczynników. Po upływie 15 min
wprowadzić 10 ml chloroformu i intensywnie wytrząsnąć 3-5 min. Po rozdzieleniu się warstw:
wodnej i chloroformowej, warstwę chloroformową przesączyć przez sączek zawierający bezwodny
Na2SO4 do cylindrów miarowych. Warstwy wodne ekstrahować ponownie (2 razy po 5 ml
chloroformu). Frakcje chloroformowe dołączyć do tych samych cylindrów miarowych. Objętość
cylindrów uzupełnić do 20 ml chloroformem. W celu wykreślenia krzywej kalibracyjnej A = f(c)
zmierzyć absorbancję poszczególnych roztworów chloroformowych przy długości fali ʎ = 460 nm.
Nauka o Środowisku – Ćwiczenie 3
5
4. Zakres wymaganych wiadomości
•
spektrofotometria UV/VIS
•
prawa absorpcji
•
odstępstwa od praw absorpcji
•
analiza ilościowa metodą krzywej kalibracyjnej
•
analiza ilościowa pośrednia i bezpośrednia
•
wybór analitycznej długości fali
•
błędy w analizie absorpcyjnej
•
możliwości i ograniczenia spektrofotometrycznej analizy ilościowe
•
aparatura
5. Literatura
Szczepaniak W., Metody instrumentalne w analizie chemicznej. W-wa, PWN, 1996.
Minczewski J., Marczenko Z., Chemia analityczna. W-wa, PWN, 1976. tom 3.
Ewing G. W., Metody instrumentalne w analizie chemicznej. W-wa, PWN, 1980.