ROLA BIAŁKA FMRP W PRAWIDŁOWYM FUNKCJONOWANIU

POSTĘPY BIOLOGII KOMÓRKI
TOM 39 2012 NR 3 (459–476)
ROLA BIAŁKA FMRP W PRAWIDŁOWYM
FUNKCJONOWANIU ORGANIZMU ORAZ
PATOGENEZIE ZESPOŁU ŁAMLIWEGO
CHROMOSOMU X
FMRP PROTEIN: FUNCTION AND ROLE IN PATHOGENESIS OF FRAGILE
X SYNDROME
Sylwia Olimpia RZOŃCA, Monika Ewa GOS
Zakład Genetyki Medycznej, Instytut Matki i Dziecka, Warszawa
Streszczenie: Zespół łamliwego chromosomu X (ang. Fragile X Syndrome - FXS, FRAX) jest jedną
z najczęstszych przyczyn występowania genetycznie uwarunkowanej niepełnosprawności
intelektualnej (NI). Związany jest z wystąpieniem dynamicznej mutacji w genie FMR1, która
powoduje zahamowanie jego ekspresji, a w konsekwencji brak syntezy białka FMRP (ang. Fragile X
Mental Retardation Protein). Białko FMRP jest regulatorem biosyntezy białek w organizmie.
Uczestniczy w procesie translacji działając jako czynnik hamujący syntezę białek, czynnik
stabilizujący transkrypt, a także bierze udział w transporcie mRNA na miejsce docelowej aktywności.
Jego aktywność jest szczególnie istotna dla procesu plastyczności synaptycznej (m.in. proces
długotrwałego opóźnienia synaptycznego), a tym samym dla mechanizmów uczenia się
i wykształcania pamięci długoterminowej. Badania prowadzone na zwierzęcych modelach FXS dały
początek koncepcji dotyczącej zależnej od receptorów mGluR patogenezy zespołu łamliwego
chromosomu X. Poznanie tego mechanizmu wskazało na zaburzenia plastyczności synaptycznej, jako
jedną z podstawowych przyczyn wystąpienia FRAX. Opracowanie skutecznej metody leczenia FXS
w oparciu o antagonistów receptora mGluR5 stanowi priorytet w aktualnie prowadzonych badaniach.
Testowanie niektórych substancji hamujących działanie receptora, jak chociażby STX209, RO491753
czy AFQ056 weszło w fazę badań klinicznych. Praca stanowi podsumowanie aktualnego stanu
wiedzy dotyczącej budowy, aktywności i funkcji białka FMRP oraz jego roli w patogenezie zespołu
łamliwego choromosomu X i możliwości leczenia tej choroby.
Słowa kluczowe: niepełnosprawność intelektualna, zespół łamliwego chromosomu X, białko FMRP,
gen FMR1
Summary: Fragile X syndrome (FXS) is the most common form of inherited X-linked intellectual
disability and a leading known heritable cause of autism spectrum disorders. More than 99% of FXS
cases are caused by CGG triplet expansion (>200 repeats) in 5’ untranslated region of the FMR1 gene
that leads to low expression or absence of the FMRP protein. The FMRP is one of the key regulator
460
S. O. RZOŃCA, M. E. GOS
protein involved in process of the translation in neural cells. It affects the peptide synthesis, the
stabilization of the transcript factor and also is involved in the transport of mRNA to place of its
target activity. The FMRP is particularly important for the process of synaptic plasticity (including
long-term depression, LTD), and therefore for the mechanisms of learning and long term memory
development. Studies in animal models of FXS, have given the start of the theory about the mGlu
receptor dependent pathogenesis of fragile X syndrome. At present it is known that an abnormal
synaptic plasticity is one of the fundamental causes of FRAX syndrome. The development of
effective method of the treatment for FXS based on the mGluR5 receptor antagonists is a priority in
the current research. Currently certain substances that inhibit mGLuR activity are testing in the
clinical trials, such as the STX209, RO491753 or AFQ056. This work is a summary of the current
state of knowledge concerning the FMRP protein structure, its activity and function as well as its role
in the pathogenesis of fragile X syndrome and potential therapeutic strategies of this disease.
Key words: intellectual disability, fragile X syndrome, FMRP protein, FMR1 gene
WSTĘP
Zespół łamliwego chromosomu X (ang. Fragile X Syndrome - FXS, FRAX)
jest drugą co do częstości, po trisomii chromosomu 21, przyczyną występowania
genetycznie uwarunkowanej niepełnosprawności intelektualnej (NI). Obserwacje
na temat dziedziczenia NI jako cechy związanej z płcią zostały po raz pierwszy
opublikowane w 1943 roku przez Martina i Bell. Dwadzieścia lat później,
prowadzone przez H. A. Lubsa badania z zastosowaniem technik
cytogenetycznych pozwoliły na identyfikację charakterystycznych przewężeń na
długim ramieniu chromosomu X (tzw. kruchy X) u pacjentów z rodzinną postacią
NI. Bezpośrednią przyczynę FRAX zidentyfikowano w 1991 roku, kiedy to,
wykorzystując materiał uzyskany od pacjentów z „kruchym chromosomem X”,
sklonowano fragmenty chromosomu X obejmujące locus Xq27.3. Stwierdzono, że
u różnych pacjentów z NI sklonowane fragmenty mają różną długość, co wynika
ze zmiennej liczby powtórzeń CGG w niekodującej sekwencji eksonu 1 genu
FMR1 (ang. Fragile X Mental Retardation 1) [46]. Powielanie trójnukleotydowej
sekwencji CGG może prowadzić do mutacji o charakterze dynamicznym w genie
FMR1. Prawdopodobną przyczyną powstania tego typu mutacji jest poślizg
polimerazy w procesie replikacji, który prowadzi do ekspansji krótkich, zwykle
trój- lub czteronukleotydowych sekwencji genu.
Według klasyfikacji European Molecular Quality Network (EMQN) wyróżnia
się cztery typy alleli genu FMR1. Allel prawidłowy zawiera od 6 do 49 powtórzeń
CGG i jest stabilnie przekazywany potomstwu. W populacji ogólnej najczęściej
występują allele w zakresie 29-31 powtórzeń CGG. Allel „szarej strefy” obejmuje
od 50 do 58 powtórzeń CGG. Sekwencja ta jest raczej stabilna, z możliwością
wydłużenia (ekspansji) o 2 do 3 powtórzeń CGG w kolejnych pokoleniach.
Stabilność powtórzeń CGG jest uwarunkowana obecnością sekwencji
przerywającej AGG  zazwyczaj na dziewięć powtórzeń CGG przypada jedno
powtórzenie AGG. W przypadku alleli posiadających więcej niż 50 powtórzeń
ROLA BIAŁKA FMRP W ORGANIZMIE
461
CGG, pojawia się możliwość niestabilnej transmisji allela genu FMR1 [64].
Ekspansja powtórzeń CGG powyżej 59 prowadzi do powstania alleli z zakresu tzw.
premutacji (59-200 powtórzeń CGG). Osoby z premutacją w genie FMR1 są
nosicielami zespołu łamliwego chromosomu X, co stwarza ryzyko ekspansji liczby
powtórzeń CGG powyżej 200 (tzw. allele z zakresu mutacji) i wystąpienia choroby
u ich potomstwa.
Liczba powtórzeń CGG w zakresie 59-200 zwiększa także
prawdopodobieństwo wystąpienia chorób zależnych od genu FMR1: zespołu
drżenia i ataksji związanego z zespołem łamliwego chromosomu X (FXTAS, ang.
Fragile X-associated Tremor/Ataxia Syndrome) oraz przedwczesnego wygaśnięcia
czynności jajników (POI, ang. Primary Ovarian Insufficiency). Zespół FXTAS
zaliczany jest do grupy chorób neurodegeneracyjnych. Objawy choroby pojawiają
się zwykle po 50 roku życia, zaś ich występowanie związane jest
z nagromadzeniem transkryptów mRNA genu FMR1 i ich toksycznym
oddziaływaniem. Ryzyko wystąpienia FXTAS u mężczyzn i kobiet z premutacją
wynosi odpowiednio 30% i 10%. Ponadto u nosicielek premutacji w genie FMR1
mogą wystąpić zaburzenia w funkcjonowaniu jajników przed upływem 40 roku
życia. Zespół przedwczesnego wygaśnięcia czynności jajników rozpoznawany jest
u około 21% kobiet z premutacją [29, 64].
Molekularne potwierdzenie zespołu łamliwego chromosomu X polega na
identyfikacji pełnej mutacji (≥ 200 powtórzeń CGG) w genie FMR1. Mutacja ta
powstaje w wyniku niekontrolowanego powielenia trójnukleotydowych sekwencji
CGG zlokalizowanych w 5’UTR genu FMR1. Prawdopodobną przyczyną
ekspansji sekwencji nukleotydowych jest poślizg polimerazy w procesie replikacji.
Pełna mutacja w genie FMR1 prowadzi do metylacji cytozyn w sekwencji (CGG)n,
w efekcie dochodzi do zahamowania ekspresji genu FMR1, a tym samym syntezy
kodowanego przez gen białka o nazwie FMRP (ang. Fragile X Mental Retardation
Protein).
W okresie prenatalnym, niedobór białka FMRP prowadzi do zaburzeń
w rozwoju układu nerwowego. W okresie postnatalnym, osoby z zespołem
łamliwego chromosomu X manifestują szerokie spektrum niepełnosprawności
intelektualnej (NI) lekkiego do znacznego stopnia. W obszarze funkcji
poznawczych dochodzi do zaburzeń związanych z pamięcią krótkotrwałą,
zdolnością do koncentracji oraz myśleniem abstrakcyjnym, obserwuje się także
deficyt funkcji wykonawczych. Pacjenci z FXS mogą mieć trudności w zakresie
adaptacji w społeczeństwie, tendencje do stanów lękowych, agresji oraz obsesji.
Często obserwuje się u nich zachowania ze spektrum autyzmu (ASD, ang. Autism
Spectrum Disorders) czy zespół nadpobudliwości psychoruchowej z deficytem
uwagi (ADHD, ang. Attention Deficit Hyperactivity Disorder). W obrazie
klinicznym pacjentów z FRAX obserwuje się charakterystyczne cechy dysmorfii
twarzy, takie jak: duże odstające uszy, prognatyzm, wystające czoło czy podłużna
twarz. Ponadto, u 30% chłopców z FXS występuje makroorchidyzm.
462
S. O. RZOŃCA, M. E. GOS
EKSPRESJA BIAŁKA FMRP
Białko FMRP, wraz ze swoimi dwoma autosomalnymi homologami FXR1
i FXR2 (ang. Fragile X Related protein 1 and 2), zalicza się do rodziny białek
wiążących RNA, związanych z polirybosomami. Geny kodujące te białka
zlokalizowane są odpowiednio na chromosomach: Xq37.3 (FMRP), 3q28 (FXR1)
oraz 17p13.2 (FXR2).
W organizmie zdrowego człowieka białko FMRP występuje na zmiennym
poziomie w większości tkanek oraz narządów. Wysoki poziom ekspresji białka
FMRP został stwierdzony w ośrodkowym układzie nerwowym (OUN)
(w komórkach glejowych jego ekspresja wzrasta w okresie rozwoju
embrionalnego), w męskim układzie rozrodczym oraz w siatkówce. [6, 48, 51].
Obecność białka potwierdzono w korze mózgowej, wzgórzu, podwzgórzu, istocie
szarej hipokampu oraz móżdżku [20]. Wysoki poziom ekspresji obserwuje się
także w komórkach rdzenia kręgowego [51]. Obecność białka FMRP jest również
charakterystyczna dla spermatogoniów, w których obserwuje się jego wysoką
ekspresję [2]. Białko FMRP wykryto także m.in.: w tarczycy, w nabłonku
przewodu pokarmowego, w płucach oraz w nerkach [33]. W mięśniach
szkieletowych oraz w mięśniu sercowym, gdzie dominującą rolę pełni FXR1P,
ekspresja FMRP jest na bardzo niskim poziomie [15].
Podwyższony poziom białka FMRP może być związany z wystąpieniem stanu
patologicznego. Jest tak w przypadku choroby niedokrwiennej serca, w przebiegu
której zaobserwowano wzrost ilości białka FMRP i obniżenie ekspresji białka
FXR1 w mięśniu sercowym, czy podczas gojenia się ran (wysoki poziom FMRP
w fibroblastach skóry właściwej) [60].
Liczba wariantów białka FMRP powstałych w procesie składania mRNA genu
FMR1 wynosi ponad 20 [66]. Badania poziomu FMRP z wykorzystaniem
przeciwciał monoklonalnych, przeprowadzone na ekstraktach białkowych
z limfocytów osób, u których nie stwierdzono patogennego zakresu liczby
powtórzeń CGG, wykazały, że dominującą formą FMRP jest izoforma o masie
cząsteczkowej 82 kDa. Pozostałe izoformy o niższej masie cząsteczkowej
występują znacznie rzadziej [7]. W materiale od pacjentów ze stwierdzoną pełną
mutacją w genie FMR1 nie wykryto żadnej z izoform białka FMRP [5].
LOKALIZACJA BIAŁKA FMRP W KOMÓRCE
FMRP
jest
białkiem
cytozolowym,
przejściowo
występującym
w nukleoplazmie oraz porach jądrowych [43]. Obecność homologów FMRP
w jądrze zaobserwowano w procesie embriogenezy Xenopus tropicalis [9] oraz
Danio rerio [59]. Lokalizacja jądrowa białka FMRP wiąże się z jego aktywnym
uczestnictwem w transporcie mRNA z jądra do cytoplazmy. Zostało to
potwierdzone w badaniach in vitro, w których model badawczy stanowiły komórki
ROLA BIAŁKA FMRP W ORGANIZMIE
463
COS-7 (małpie fibroblasty). W badaniach potwierdzono dominującą cytozolową
lokalizację białka FMRP w komórkach. Występowanie białka w jądrze
stwierdzono jedynie w 0,4% transferowanych komórek. Zastosowanie czterech
komplementarnych do mRNA eksportyny Tap/NXF1 (białko odpowiedzialne za
transport mRNA na zewnątrz jądra komórkowego) cząsteczek siRNA, obniżyło
ekspresję białka Tap/NXF1 w komórkach COS-7 o 70%. Obniżenie ekspresji
Tap/NXF1 spowodowało zwiększenie liczby komórek z jądrową lokalizacją białka
FMRP do 5%, co może wskazywać na udział białka FMRP w transporcie mRNA
z jądra komórkowego do cytoplazmy [34].
Ponadto białko FMRP jest regulatorem biosyntezy białek w organizmie.
Uczestniczy w procesie translacji działając jako czynnik hamujący syntezę białek,
czynnik stabilizujący transkrypt, a także bierze udział w transporcie mRNA na
miejsce docelowej aktywności. FMRP tworzy kompleksy zarówno z aktywnymi
translacyjnie polisomami, jak i nieaktywną dużą podjednostką rybosomu [71].
Według danych literaturowych, FMRP oddziałuje z około 4% cząsteczek mRNA,
których ekspresja ma miejsce w komórkach ludzkiego mózgu [20]. Wiele z nich to
cząstki kodujące białka istotne dla funkcjonowania komórek nerwowych, takie jak:
α-CaMKII, Arc, Map1b, Sapap4, Rac1, GluR1/2 czy Psd95 [12, 17, 27. 49].
BUDOWA BIAŁKA FMRP
W budowie białka FMRP wyróżnia się funkcjonalne struktury odpowiedzialne
za możliwość przyłączania cząsteczek RNA. Heterogenne domeny KH1 i KH2
(ang. K Homology domain) są swoiste dla jądrowych rybonukleoprotein K (hnRNP
K). Bogata w argininę i glicynę domena RGG (ang. RGG box) wiąże cząsteczki
posiadające strukturę G (ryc. 1)[47].
Ponadto białko FMRP może tworzyć kompleksy z innymi białkami poprzez
N-końcową domenę NDF (ang. N-terminal Domain FMRP), która wykazuje
znaczne podobieństwo do domen Tudor/Agenet i umożliwia przyłączanie się
białek, takich jak: 82-FIP (ang. 82kDa FMRP Interacting Protein), NUFIP (ang.
Nuclear FMRP Interacting Protein), CYFIP1 (ang. Cytoplasmic FMRP-Interacting
Protein) [52] czy samego FMRP oraz jego autosomalnych homologów: białka
FXR1 oraz FXR2. Ewolucyjnie konserwowany aminowy koniec białka FMRP
odpowiada za tworzenie homo - i heterodimerów. Odgrywa także rolę w tworzeniu
kompleksów rybonukleoproteinowych z białkami: FXR1 i FXR2 [13].
Aktywność domen umożliwiających przyłączanie RNA czy innych białek
stanowi podstawowy warunek prawidłowego funkcjonowania białka FMRP.
Mutacja punktowa, powodująca zamianę izoleucyny na asparginę (p.Ile304Asn)
w sekwencji polipeptydowej FMRP w obrębie domeny KH2, jest przyczyną
wystąpienia fenotypu charakterystycznego dla zespołu łamliwego chromosomu X
[57]. Opisane nieliczne przypadki tej mutacji wykazały, że utrata funkcjonalności
białka FMRP jest bezpośrednio związana z utratą możliwości wiązania RNA.
464
S. O. RZOŃCA, M. E. GOS
Ponadto, badania mutacji p.Ile304Asn prowadzone na modelu mysim, wykazały,
że powstałe wadliwe białko traci nie tylko zdolność do wiązania specyficznych
cząstek RNA, ale również możliwość tworzenia kompleksów z polirybosomami
[73].
RYCINA 1. Schemat budowy białka FMRP oraz kodującego białko FMRP genu FMR1. Na rycinie
przedstawione są domeny funkcyjne białka FMRP: KH1 oraz KH2 (ang. K Homology domain 1 and
2), RGG (ang. RGG box), N-końcowa domena NDF (ang. N-terminal Domain FMRP), a także
sekwencja sygnałowa eksportu jądrowego NES (ang. Nuclear Export Signal) oraz sekwencja
lokalizacji jądrowej NLS (ang. Nuclear Localization Signal). Odnośniki w postaci linii łączących
domeny białka z poszczególnymi eksonami odpowiadają lokalizacji sekwencji kodujących
odpowiednie elementy funkcyjne białka FMRP
FIGURE 1. Schematic structure of the FMRP protein and protein-coding gene, FMR1. Figure shows
the functional protein domain FMRP: KH1 and KH2 (K Homology domain 1), RGG (RGG box),
Nterminal domain - NDF, nuclear export signal sequence - NES and a nuclear localization sequence
NLS. The lines correspond to the exonic localisation
W budowie białka FMRP wyróżnia się także motywy odpowiedzialne za jego
lokalizację komórkową. Sekwencja sygnałowa eksportu jądrowego NES (ang.
Nuclear Export Signal) oraz sekwencja lokalizacji jądrowej NLS (ang. Nuclear
Localization Signal) (ryc. 1), dają białku FMRP możliwość przemieszczania się
pomiędzy cytoplazmą a jądrem. Dokładny mechanizm i znaczenie tego procesu nie
zostały do końca poznane. Wiadomo, że transport FMRP na zewnątrz jądra
komórkowego zachodzi po jego związaniu z cząsteczką mRNA i innymi białkami,
czyli po utworzeniu kompleksu białkowo-rybonukleinowego. Dopiero taki
kompleks, przy udziale m.in. eksportyny 1, jest transportowany do cytoplazmy.
RYCINA 2. Model oddziaływań białka FMRP w komórce nerwowej z uwzględnieniem jego podstawowych funkcji transportowych oraz
regulacyjnych. Białko FMRP oddziałuje z białkiem KIF5, tworząc kompleks transportujący transkrypty mRNA wzdłuż dendrytów (A). Regulacja
aktywności translacyjnej przez białko FMRP związane jest z tworzeniem kompleksu z białkiem CYFIP i wiązanie czynnika inicjującego proces
translacji eIF4F (B) bądź jest skutkiem oddziaływań białka FMRP z kompleksem RISC i interferencją miRNA (C)
FIGURE 2. Model of the FMRP protein interactions in nerve cells, mainly taking into account the basic functions: transport and regulation.(A) The
FMRP protein interacts with the protein KIF5, forming a complex mRNA transcripts carrying along the dendrites. (B) Translational activity of the
protein FMRP is associated with formation of the complex with the protein and the binding agent CYFIP, initiator of the translation process factor
eIF4F, (C) or is the result of interactions with the protein complex RISC FMRP and miRNA interference
ROLA BIAŁKA FMRP W ORGANIZMIE
465
466
S. O. RZOŃCA, M. E. GOS
FUNKCJE BIAŁKA FMRP W KOMÓRCE
Białko FMRP jest jednym z najważniejszych regulatorów procesu translacji
w komórkach nerwowych. Funkcjonuje głównie jako czynnik hamujący biosyntezę
białek, zarówno na etapie inicjacji, jak i elongacji. Ponadto, aktywnie uczestniczy
w tworzeniu granulek przypominających w budowie ciałka P, umożliwiając
transport transkryptów mRNA do miejsc syntezy białka. W skład granulek
transportujących wchodzą liczne białka, m.in. białko eIF4AIII, odpowiedzialne za
tworzenie kompleksu EJC (ang. Exon-Junction Complex) z mRNA.
Do chwili obecnej w warunkach in vitro udało się zidentyfikować ponad tysiąc
cząsteczek RNA, których translacja jest zależna od FMRP. Zastosowano w tym
celu metody: koimmunoprecypitacji, mikromacierzy oraz APRA. Metoda APRA
(ang. Antibody-Positioned RNA Amplification) wykorzystuje przeciwciała
monoklonalne anty-FMRP, sprzężone ze zdegenerowanymi oligonukleotydami,
które pozwalają na syntezę cDNA na matrycy cząsteczek mRNA związanych
z białkiem FMRP. Materiał do badań stanowiły m.in. frakcje polirybosomów
wyizolowanych z komórek prawidłowych oraz z komórek uzyskanych od
pacjentów z zespołem łamliwego chromosomu X, a także hodowle komórkowe
wyprowadzone z komórek nerwowych ludzkiego hipokampu [1].
Wśród zidentyfikowanych cząsteczek mRNA około 5% zaangażowane jest
w funkcjonowanie połączeń synaptycznych. Dla niektórych z nich
zidentyfikowano mysie homologii, które oddziałują z białkiem Fmrp (m.in.
MUNC13, NAP-22, RAB6, SAPAP4, SEC7, MAP1B, SEMA3F, ID3) [61, 69].
Rozpoznane cząsteczki RNA można podzielić na grupy funkcjonalne: białka
receptorowe,
adhezyjne, strukturalne
cytoszkieletu,
białka
macierzy
międzykomórkowej, białka związane z przekazywaniem sygnału komórkowego
oraz regulatory ekspresji na poziomie transkrypcji oraz translacji [40].
Jednym z mechanizmów regulacji translacji jest wzajemne oddziaływanie
pomiędzy czynnikami odpowiedzialnymi za inicjację tego procesu (ryc. 2).
W przypadku syntezy białek w komórkach nerwowych do rozpoczęcia procesu
konieczna jest obecność eukariotycznego czynnika inicjacji translacji 4E (eIF4F).
eIF4F rozpoznaje strukturę „czapeczki” zlokalizowaną na końcu 5’ mRNA [14].
Białko FMRP wraz z białkiem CYFIP1 (ang. Cytoplasmic FMRP Interacting
Protein 1) tworzy kompleksy z eIF4F, hamując jego aktywność, a co za tym idzie
inicjację translacji. Pobudzenie synaps powoduje częściowe uwalnianie czynnika
eIF4F z kompleksu FMRP-CYFIP1-eIF4F, co prowadzi do syntezy białek
synaptycznych [43].
Białko FMRP może również regulować proces translacji poprzez proces
interferencji RNA z udziałem jednoniciowych, niekodujących cząsteczek kwasu
rybonukleinowego, zwanych mikroRNA (ang. microRNAs) – miRNA (ryc. 2).
Cząsteczki miRNA kodowane są przez genomowy DNA i podlegają tym samym
zasadom transkrypcji co geny. Powstają w wyniku dojrzewania prekursorowego,
ROLA BIAŁKA FMRP W ORGANIZMIE
467
dwuniciowego RNA (pre-miRNA) o strukturze spinki do włosów. Dojrzałe
miRNA jest jednym z komponentów kompleksu RISC (ang. RNA Induced
Silencing Complex) wyciszającego aktywność genów. Poza miRNA w skład
kompleksu wchodzą białka regulatorowe z rodziny Argonaut (AGO) oraz białka
pomocnicze (np. FMRP). W procesie interferencji RNA z udziałem mikroRNA
ważną rolę odgrywa białko Argonaut 2 (AGO2), które przyłącza się do
komplementarnego dla miRNA transkryptu w miejscu wiązania z czynnikiem
eIF4F, co hamuje inicjację procesu translacji. Ponadto domena PIWI białka AGO2
posiadająca aktywność endonukleazy, przecina docelowe mRNA, uniemożliwiając
dalsze jego procesowanie [35].
Przypuszcza się, że białko FMRP może oddziaływać z białkami kompleksu
RISC, białkiem Argonaut oraz Dicer i poprzez komplementarne przyłączanie
miRNA do 3’UTR RNA, hamować jego translację. Opisany mechanizm został
również potwierdzony dla innego członka rodziny białek FXR, białka FXR1 [31].
Ponadto wiadomo, że dojrzewanie specyficznego dla układu nerwowego
prekursorowego miRNA124a jest niemożliwe w warunkach niedoboru białka
FMRP, tym samym białko to jest niezbędne do prawidłowego rozwoju układu
nerwowego [67]. Biosynteza zależnej od kalmoduliny kinazy II (CAMK II) 
białka synaptycznego  również jest regulowana przez ścieżkę RISC zależną od
FMRP. Wiadomo, że deficyt tego białka w organizmie może powodować
nieprawidłowości w działaniu pamięci długotrwałej [10].
U Drosophila melanogaster potwierdzono istnienie wzajemnych oddziaływań
pomiędzy dFmr1 a białkami kompleksu RISC: dAGO1 (homolog ludzkiego białka
Argonaut 1), dAGO2 (homolog ludzkiego białka Argonaut ) oraz Dicer [11, 30].
Powinowactwo Fmr1 do białka Dicer oraz eIF2c2 (mysi homolog AGO1) zostało
także stwierdzone w badaniach post–mortem mózgu dorosłych myszy.
Fosforylacja białka FMRP zwiększa jego zdolności do asocjacji z prekursorami
miRNA [21].
W prawidłowo funkcjonującym organizmie białko FMRP bierze udział
w transporcie mRNA wzdłuż dendrytów [63]. U Drosophila, białko dFmr1
reguluje stabilność mikrotubul zarówno w procesie neurogenezy, jak
i spermatogenezy w jądrach [70]. U ssaków, jednym z kluczowych białek
biorących udział w stabilizacji mikrotubul, jest białko MAP1B, które znajduje się
pod kontrolą translacyjną FMRP. Brak białka FMRP powoduje wzrost poziomu
MAP1B w komórce, co zaburza organizację cytoszkieletu w trakcie dojrzewania
oraz rozwoju komórek nerwowych [50].
W transport mRNA wzdłuż dendrytów zaangażowane są białka motoryczne
zwane kinezynami (gr. kinein – poruszyć) (ryc. 2). U ssaków zidentyfikowano
ponad 40 różnych przedstawicieli tej rodziny białek. Podstawową funkcją KIF jest
transport wzdłuż mikrotubul komórkowych. Badania wykazały wzajemne
oddziaływanie pomiędzy końcem karboksylowym białka FMRP i łańcuchem
lekkim KIF5 [17]. FMRP wraz z innymi białkami (α PUR, mSTAUFEN) oraz
468
S. O. RZOŃCA, M. E. GOS
docelowym mRNA tworzy kompleks z KIF5 i przemieszcza się wzdłuż neurotubul
do zakończeń dendrytycznych, gdzie docelowo transportowane mRNA ulegają
translacji. Powstałe kompleksy mogą się poruszać dwubiegunowo [32].
Mechanizm regulacji powstawania kompleksów FMRP-mRNP/KIF5 nie jest do
końca wyjaśniony. Transport cząstek mRNA wzdłuż dendrytów komórek
nerwowych zwykle odbywa się w odpowiedzi na aktywację synaps [1] (ryc.2).
NIEDOBÓR BIAŁKA FMRP W ORGANIZMIE A FENOTYP
FXS
Badania struktury mózgu pacjentów z zespołem łamliwego chromosomu X
wykazały statystycznie istotną różnicę w wielkości jąder ogoniastych
w porównaniu do osób zdrowych oraz autystycznych [24]. Jądra ogoniaste
zlokalizowane są w zwoju podstawy mózgu i odpowiadają m.in. za motorykę,
zdolność uczenia się, zachowanie oraz funkcje wykonawcze. Anomalie w budowie
jąder ogoniastych u pacjentów z FXS korelują ujemnie z poziomem białka FMRP
[26], co wskazywałoby na bezpośredni wpływ niedoboru białka na nadmierny
rozrost tych struktur [22]. Z powiększeniem jąder ogoniastych u osób z FXS wiąże
się takie objawy choroby jak: zaburzenia zachowania, zachowania ze spektrum
autyzmu, stereotypie ruchowe oraz niedobory intelektualne.
Nieprawidłowości w budowie mózgu u osób z zespołem łamliwego
chromosomu dotyczą również móżdżku. Prawidłowe funkcjonowanie tej struktury
mózgowia jest konieczne dla rozwoju inteligencji wizualno-przestrzennej,
zdolności do uczenia się, funkcji wykonawczych, prawidłowej koordynacji
ruchowej [54]. Móżdżek u pacjentów z FXS jest mniejszy w porównaniu do
móżdżku osoby zdrowej. Cecha ta została uznana za marker anatomiczny mózgu
dla zespołu łamliwego chromosomu X [26]. Niedorozwój móżdżku u chorych
z FXS może powodować obniżoną koordynację ruchową, zaburzenia procesów
poznawczych oraz zdolności do uczenia się czy problemy w komunikacji
społecznej.
W mózgu pacjentów z zespołem łamliwego chromosomu X, a także myszy
Fmr1 KO, obserwuje się zagęszczenie niedojrzałych komórek nerwowych
o nietypowych, długich wypustkach dendrytycznych. Nieprawidłowy rozwój
dendrytów obserwowany jest już we wczesnym rozwoju postnatalnym myszy
z brakiem funkcjonalnej formy białka FMRP i dotyczy głównie obszaru
somatosensorycznego kory mózgowej. Oprócz nieprawidłowości w dojrzewaniu
komórek nerwowych, niedobór białka FMRP powoduje: zaburzenia
w plastyczności synaptycznej, zaburzenia funkcji poznawczych oraz pamięci czy
incydentalne wystąpienie drgawek [36]. Jedną z przyczyn nieprawidłowego
rozwoju układu nerwowego może być, związany z nieobecnością białka FMRP,
brak stabilizacji mikrotubul w procesie powstawania synaps.
ROLA BIAŁKA FMRP W ORGANIZMIE
469
Zdolność do zmiany wydajności transmisji synaptycznej lub plastyczność
synaps, jest procesem kluczowym dla mechanizmów zapamiętywania oraz uczenia
się. Znane są dwa rodzaje plastyczności synaptycznej zależnej od biosyntezy
białek: długotrwałe wzmocnienie synaptyczne LTP (ang. Long Term Potetntiation)
oraz długotrwałe osłabienie synaptyczne LTD (ang. Long Term Depression).
Długotrwałe wzmocnienie synaptyczne zachodzi w wyniku krótkotrwałego
pobudzenia błony postsynaptycznej wysokimi częstotliwościami, a wzmocnienie
siły sprzężenia synaptycznego utrzymuje się długo po ustąpieniu bodźca.
Długotrwałe wzmocnienie synaptyczne powoduje wzrost efektywności
przekazywania sygnału między komórkami, mechanizm ten jest podstawą uczenia
się i zapamiętywania informacji. Odwrotny proces  długotrwałe osłabienie
synaptyczne  pojawia się w wyniku długotrwałego pobudzania komórki niską
częstotliwością, co powoduje osłabienie sprawności przewodzenia synaptycznego.
Zjawisko to odgrywa znaczącą rolę w procesie przechowywania informacji i jej
redukcji [37].
Jedna z postaci LTD jest zależna od aktywacji metabotropowego receptora
glutaminergicznego z rodziny receptorów sprzężonych z białkiem G, mGluR5.
Zaburzenia tego procesu stwierdzono m.in. w komórkach nerwowych hipokampu
i móżdżka, pobranych od myszy nieposiadających białka Fmrp (myszy KO Fmr1),
co przyczyniło się do powiązania zespołu łamliwego chromosomu X z procesem
LTD i aktywacją receptorów GluR. W warunkach fizjologicznych, proces LTD
zależny od mGluR5 związany jest z syntezą określonych białek synaptycznych
(regulatorem jest m.in. białko Fmrp) oraz internalizacją receptora AMPAR.
Niedobór białka Fmrp prowadzi do zwiększonej aktywności ścieżki sygnałowej
mGluR5, wzmożonej internalizacji receptora AMPAR oraz przedłużenia fazy
LTD. Jak się sugeruje, zaburzenia tego właśnie procesu są główną przyczyną
fenotypu obserwowanego w organizmach pacjentów z mutacją w genie FMR1, zaś
próby opracowania ewentualnych terapii choroby przygotowywane są w oparciu
o przywrócenie prawidłowego funkcjonowania ścieżki sygnałowej mGluR5-AMPAR (por. rozdz. Próby opracowania terapii zespołu FRAX).
ZWIERZĘCE MODELE BADAWCZE ZESPOŁU
ŁAMLIWEGO CHROMOSOMU X
Wiedza na temat mechanizmu działania białka FMRP w organizmie jest nadal
niepełna. Znaczny postęp w badaniach funkcjonalności został dokonany dzięki
opracowaniu odpowiednich modeli badawczych dla FXS.
W 1994 roku po raz pierwszy udało się uzyskać szczep myszy bez
funkcjonalnego genu FMR1 (ang. knock-out /KO/ mice - myszy Fmr1 KO),
o fenotypie zbliżonym do obserwowanego u pacjentów z zespołem łamliwego
chromosomu X [4]. Podobnie jak u chłopców z FXS, u samców myszy Fmr1 KO
stwierdzono
makroorchidyzm,
spowodowany
nadmierną
aktywnością
470
S. O. RZOŃCA, M. E. GOS
proliferacyjną komórek Sertoliego [53]. Różnica w objętości jąder pomiędzy
myszami Fmr1 KO, a dzikim typem w 6 miesiącu życia wynosił 30% [23].
Wykazano również nieprawidłowości w rozwoju dendrytów komórek nerwowych,
szczególnie w obszarze warstwy piramidowej wewnętrznej kory wzrokowej [18].
Anomalie rozwojowe zostały także potwierdzone dla innych obszarów mózgu [58].
Badania z zastosowaniem behawioralnych modeli badawczych dowiodły, że myszy
Fmr1 KO wykazują zaburzenia w obszarze funkcji poznawczych i zdolności do
zapamiętywania oraz ograniczone reakcje na bodźce zewnętrzne [19, 39, 42].
Podobnie jak pacjenci z FXS, wykazują incydentalne ataki epileptyczne [72].
Ponadto, w mózgach myszy Fmr1 KO stwierdzono podwyższony poziom
specyficznych dla dendrytów cząsteczek mRNA, oddziaływujących z Fmrp: Psd95, Arc i GluR1 oddziałujących z polirybosomami, w porównaniu do mózgów
myszy typu dzikiego [31, 41]. Mysi model FXS oddaje w najbardziej wiarygodny
sposób, to co dzieje się w organizmie pacjentów z mutacją w genie FMR1. Fmr1
jest w 97% homologiczny do jego ludzkiego odpowiednika [13]. W organizmie
myszy zidentyfikowano także odpowiedniki dla autosomalnych homologów
FMR1: FXR1 oraz FXR2.
W organizmie Drosophila melanogaster potwierdzono obecność jednego
homologa genu FMR1 (dfmr1). Produkt białkowy tego genu  dFMRP  wykazuje
podobieństwo do wszystkich trzech ludzkich homologów z rodziny FMR [25],
niemniej jednak funkcjonalnie najbardziej przypomina białko FMRP [19]. Kilka
grup badawczych stworzyło model do badań FXS poprzez wyłączenie genu dfmr1
zarówno w układzie homo-, jak i heterozygotycznym [56]. Brak produktu
białkowego genu dfmr1 u Drosophila melanogaster powoduje ograniczoną
koordynację ruchową, a także zaburzenia cyklu dobowego owadów. Ponadto
u Drosophila melanogaster z brakiem funkcjonalnego genu dfmr1 stwierdzono
50% wzrost liczy aksonów w porównaniu do dzikiego typu.
Badania prowadzone na zwierzęcych modelach FXS dały początek koncepcji
dotyczącej patogenezy zespołu łamliwego chromosomu X, zależnej od receptorów
mGluR [56].
PRÓBY OPRACOWANIA TERAPII ZESPOŁU FRAX
Poszukiwanie skutecznych metod leczenia zespołu łamliwego chromosomu
X opiera się głównie o próby zrekompensowania niedoboru białka FMRP
i powstałego w związku z tym deficytu w obszarze regulacji procesu translacji
w komórkach nerwowych, szczególnie w procesie plastyczności synaptycznej.
Potencjalne działanie lecznicze mogą mieć związki hamujące aktywność
receptora mGluR5. Przykładem takiego preparatu jest selektywnie działający
antagonista receptora mGluR5, MPEP (ang. 6-methyl-2(phenylethynyl) pyridine).
Badania prowadzone na myszach Fmr1 KO wykazały obniżony poziom ekspresji
białek, których translacja zależy od FMRP w obszarze hipokampu u zwierząt
ROLA BIAŁKA FMRP W ORGANIZMIE
471
przyjmujących ten preparat [68]. Ponadto stwierdzono znaczną poprawę
funkcjonowania organizmu w obszarze funkcji poznawczych oraz zachowania [16,
55]. U myszy, którym podawano MPEP stwierdzono znacznie mniejszy odsetek
nieprawidłowo rozwiniętych dendrytów w obrazie mózgu [16]. Preparat MPEP
wykazał tylko częściową skuteczność w przywracaniu prawidłowej plastyczności
synaptycznej u Drosophila melanogaster [8].
Obiecujące wyniki badań na modelach zwierzęcych FXS otrzymano
w przypadku Fenobamu, STX107, RO491753 oraz AFQ056. Zarówno u myszy jak
i muszki owocowej, podawanie preparatów o działaniu antagonistycznym
względem receptora mGluR5 spowodowało znaczną regresję niektórych objawów
związanych z zespołem łamliwego chromosomu X, m.in. napadów padaczkowych,
nadruchliwości czy pamięci krótkotrwałej [65]. Pierwsza próba przedkliniczna
z udziałem Fenobamu została przeprowadzona na grupie 12 dorosłych (6 kobiet, 6
mężczyzn) osób z zespołem łamliwego chromosomu X. Potencjalny efekt
wywołany jednorazowym podaniem od 50 do 150 mg preparatu oceniano za
pomocą
techniki
PPI
(ang.
Prepulse
Inhibition)
oraz
testów
neuropsychologicznych CPT (ang. Continuous Performance Test). Uzyskane
wyniki nie są istotne statystycznie, ponadto, próba kliniczna miała charakter
otwarty, co nie pozwala wykluczyć efektu placebo [62]. Prowadzone są także
próby kliniczne dla STX107 (ukończona I faza badań), RO491753 (w trakcie II
fazy badań) oraz AFQ056 (rozpoczyna się III faza badań) [38].
Ponadto, w trakcie ewaluacji są inne modyfikatory plastyczności synaptycznej,
takie jak: odwrotni agoniści receptorów GABA-B (baklofen, R-baklofen),
GABA-A (ganaxolone), antagoniści NMDA oraz substancje aktywujące receptory
AMPA (CX516, CX614). Zadawalające rezultaty otrzymano w wyniku
przeprowadzenia II fazy badań klinicznych R-baklofenu. Pacjenci, którym
podawano preparat wykazali poprawę w ogólnie pojętym funkcjonowaniu,
funkcjach społecznych oraz w rozwoju mowy [62].
Jako cel terapeutyczny, w leczeniu zespołu łamliwego chromosomu X, brany
jest pod uwagę proces przekazywania sygnału z receptorów metabotropowych
mGluR do wnętrza komórki. Poprzez zastosowanie inhibitorów kinazy GSK3β
(AR-A014418, SB-216763. lit) próbuje się zahamować aktywację czynników
biorących udział w procesie translacji. Otwarte badanie przedkliniczne prowadzone
było dla litu. U chorych, którym podawano preparat zaobserwowano wyraźną
poprawę w zakresie mowy, zdolności adaptacyjnych czy zachowania [38].
PODSUMOWANIE
Niedobór białka FMRP w organizmie prowadzi do wielu nieprawidłowości
w rozwoju oraz w funkcjonowaniu układu nerwowego, które składają się na obraz
kliniczny zespołu łamliwego chromosomu X. Dwadzieścia lat od zidentyfikowania
genetycznej przyczyny FRAX stan wiedzy na temat tej choroby jest wystarczający,
472
S. O. RZOŃCA, M. E. GOS
aby móc podjąć próby opracowania metod leczenia FXS. Mimo znacznego postępu
w rozumieniu podłoża zespołu łamliwego chromosomu X nadal wiele pytań
pozostaje bez odpowiedzi.
LITERATURA
[1] ANTAR LN, DICTENBERG JB, PLOCINIAK M, AFROZ R, BASSELL GJ. Localization of FMRPassociated mRNA granules and requirement of microtubules for activity-dependent trafficking in
hippocampal neurons. Genes Brain Behav 2005; 4: 350–359.
[2] ARNHEIM N, CALABRESE P. Understanding what determines the frequency and pattern of human
germline mutations. Nat Rev Genet 2009; 10(7): 478-488.
[3] ASHLEY CT, SUTCLIFFE JS, KUNST CB, LEINER HA. Human and murine FMR-1: alternative
splicing and translational initiation downstream of the CGG-repeat. Nat Genet 1993; 4; 244–251.
[4] BAKKER CE, VERHEIJ C, WILLEMSEN R, VANDERHELM R, OERLEMANS F, VERMEY M,
BYGRAVE A, HOOGEVEEN AT, OOSTRA BA, REYNIERS E. Fmr1 knockout mice: a model to
study fragile X mental retardation. The Dutch-Belgian Fragile X Consortium. Cell 1994; 78: 23–33.
[5] BARDONI B, DAVIDOVIC L, BENSAID M, KHANDJIAN EW. The fragile X syndrome: exploring
its molecular basis and seeking a treatment. Expert Rev Mol Med 2006 21; 8(8): 1-16.
[6] BARDONI B, MANDEL JL. Advances in understanding of fragile X pathogenesis and FMRP
function, and in identification of X linked mental retardation genes. Curr Opin Genet Dev 2002; 12(3):
284-93.
[7] BARDONI B, SCHENCK A, MANDEL JL. The Fragile X mental retardation protein. Brain Res Bull
2001; 56(3-4): 375-82.
[8] BERRY-KRAVIS E, HESSL D, COFFEY S, HERVEY C, SCHNEIDER A, YUHAS J, HUTCHISON
J, SNAPE M, TRANFAGLIA M, NGUYEN DV, HAGERMAN R. A pilot open-label, single dose
trial of fenobam in adults with fragile X syndrome. J Med Genet 2009; 46(4): 266-271.
[9] BLONDEN L, van 'T PADJE S, SEVERIJNEN LA, DESTREE O, OOSTRA BA, WILLEMSEN R.
Two members of the Fxr gene family, Fmr1 and Fxr1, are differentially expressed in Xenopus
tropicalis. Int J Dev Biol 2005; 49(4): 437-441.
[10] BOLDUC FV, BELL K, COX H, BROADIE KS, TULLY T. Excess protein synthesis in Drosophila
fragile X mutants impairs long-term memory. Nat Neurosci 2008; 11(10): 1143-1145.
[11] CAUDY AA, MYERS M, HANNON GJ, HAMMOND SM. Fragile X-related protein and VIG
associate with the RNA interference machinery. Genes Dev 2002; 16: 2491–2496.
[12] CHEN LY, REX CS, BABAYAN AH, KRAMÁR EA, LYNCH G, GALL CM, LAUTERBORN JC.
Physiological activation of synaptic Rac>PAK (p-21 activated kinase) signaling is defective in
a mouse model of fragile X syndrome. J Neurosci 2010; 30(33): 10977-10984.
[13] COFFEE LR JR, TESSIER CR, WOODRUFF EA III, BROADIE K. Fragile X mental retardation
protein has a unique, evolutionarily conserved neuronal function not shared with FXR1P or FXR2P.
Dis Model Mech 2010; 3: 471–485.
[14] COSTA-MATTIOLI M, SONENBERG N, RICHTER JD. Translational regulatory mechanisms in
synaptic plasticity and memory storage. Prog Mol Biol Transl Sci 2009; 90: 293-311.
[15] DAVIDOVIC L, SACCONI S, BECHARA EG, DELPLACE S, ALLEGRA M, DESNUELLE C,
BARDONI B. Alteration of expression of muscle specific isoforms of the fragile X related protein 1
(FXR1P) in facioscapulohumeral muscular dystrophy patients. J Med Genet 2008; 45(10): 679-685.
[16] de VRIJ FM, LEVENGA J, VAN DER LINDE HC, KOEKKOEK SK, DE ZEEUW CI, NELSON
DL, OOSTRA BA, WILLEMSEN R. Neurobiol Dis Rescue of behavioral phenotype and neuronal
protrusion morphology in Fmr1 KO mice. 2008; 31(1): 127-132.
[17] DICTENBERG JB, SWANGER SA, ANTAR LN, SINGER RH, BASSELL GJ. A direct role for
FMRP in activity-dependent dendritic mRNA transport links filopodial-spine morphogenesis to fragile
X syndrome. Dev Cell 2008; 14(6): 926-939.
[18] DOBKIN C, RABE A, DUMAS R, EL IDRISSI A, HAUBENSTOCK H, BROWN WT. Fmr1
knockout mouse has a distinctive strain-specific learning impairment. Neuroscience 2000; 100(2): 423429.
ROLA BIAŁKA FMRP W ORGANIZMIE
473
[19] DÖLEN G, OSTERWEIL E, RAO BS, SMITH GB, AUERBACH BD, CHATTARJI S, BEAR MF.
Correction of fragile X syndrome in mice. Neuron 2007; 56(6): 955-962.
[20] GATTO CL, BROADIE K. Genetic controls balancing excitatory and inhibitory synaptogenesis in
neurodevelopmental disorder models. Front Synaptic Neurosci 2010; 7: 2-4.
[21] GOLDBLATT H, BUCHBINDER E, EISIKOVITS Z, ARIZON-MESINGER I. Between the
professional and the private: the meaning of working with intimate partner violence in social workers'
private lives.Violence Against Women 2009; 15(3): 362-384.
[22] GOTHELF D, FURFARO JA, HOEFT F, ECKERT MA, HALL SS, O'HARA R, ERBA HW,
RINGEL J, HAYASHI KM, PATNAIK S, GOLIANU B, KRAEMER HC, THOMPSON PM, PIVEN
J, REISS AL. Neuroanatomy of fragile X syndrome is associated with aberrant behavior and the fragile
X mental retardation protein (FMRP). Ann Neurol. 2008; 63(1): 40-51.
[23] HAYASHI ML, RAO BS, SEO JS, CHOI HS, DOLAN BM, CHOI SY, CHATTARJI S,
TONEGAWA S. Inhibition of p21-activated kinase rescues symptoms of fragile X syndrome in mice.
Proc Natl Acad Sci USA 2007; 104: 11489–11494.
[24] HAZLETT HC, POE MD, LIGHTBODY AA, GERIG G, MACFALL JR, ROSS AK, PROVENZALE
J, MARTIN A, REISS AL, PIVEN J. Teasing apart the heterogeneity of autism: Same behavior,
different brains in toddlers with fragile X syndrome and autism. J Neurodev Disord 2009; 1(1): 81-90.
[25] HIRTH F. Drosophila melanogaster in the study of human neurodegeneration. CNS Neurol Disord
Drug Targets 2010; 9(4): 504-523.
[26] [26] HOEFT F, LIGHTBODY AA, HAZLETT HC, PATNAIK S, PIVEN J, REISS AL.
Morphometric spatial patterns differentiating boys with fragile X syndrome, typically developing boys,
and developmentally delayed boys aged 1 to 3 years. Arch Gen Psychiatry 2008; 65(9): 1087-1097.
[27] HOU L, ANTION MD, HU D, SPENCER CM, PAYLOR R, KLANN E. Dynamic translational and
proteasomal regulation of fragile X mental retardation protein controls mGluR-dependent long-term
depression. Neuro 2006; 51(4): 441-54.
[28] http://www.clinicaltrials.gov/ct2/results?term=fragile+x
[29] http://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK1384/#fragilex.REF.sherman.2005.584
[30] ISHIZUKA A, SIOMI MC, SIOMI HA. Drosophila fragile X protein interacts with components of
RNAi and ribosomal proteins. Genes Dev 2002; 16: 2497–2508.
[31] JIN P, ALISCH RS, WARREN ST. RNA and microRNAs in fragile X mental retardation.
[32] KANAI Y, DOHMAE N, HIROKAWA N. Kinesin transports RNA: isolation and characterization of
an RNA-transporting granule. Neuron 2004; 43: 513–525.
[33] KHANDJIAN EW. Biology of the fragile X mental retardation protein, an RNA-binding protein.
Biochem Cell Biol 1999; 77(4): 331-342.
[34] KIM M, BELLINI M, CEMAN S. Fragile X mental retardation protein FMRP binds mRNAs in the
nucleus. Mol Cell Biol 2009; 29(1): 214-228.
[35] KIRIAKIDOU M, TAN GS, LAMPRINAKI S, DE PLANELL-SAGUER M, NELSON PT,
MOURELATOS Z. Cell An mRNA m7G cap binding-like motif within human Ago2 represses
translation.2007; 129(6): 1141-1151.
[36] LEVENGA J, DE VRIJ FM, BUIJSEN RA, LI T, NIEUWENHUIZEN IM, POP A, OOSTRA BA,
WILLEMSEN R. Subregion-specific dendritic spine abnormalities in the hippocampus of Fmr1 KO
mice. Neurobiol Learn Mem. 2011; 95(4): 467-472.
[37] LÜSCHER C, HUBER KM. Group 1 mGluR-dependent synaptic long-term depression: mechanisms
and implications for circuitry and disease. Neuron 2010; 25; 65(4): 445-459.
[38] MIN WW, YUSKAITIS CJ, YAN Q, SIKORSKI C, CHEN S, JOPE RS, BAUCHWITZ RP. Elevated
glycogen synthase kinase-3 activity in Fragile X mice: key metabolic regulator with evidence for
treatment potential. Neuropharmacology 2009; 56(2): 463-472.
[39] MINEUR YS, CRUSIO WE, SLUYTER F. Genetic dissection of learning and memory in mice.
Neural Plast 2004; 11(3-4): 217-240.
[40] MIYASHIRO KY, BECKEL-MITCHENER A, PURK TP, BECKER KG, BARRET T, LIU L,
CARBONETTO S, WEILER IJ, GREENOUGH WT, EBERWINE J. RNA cargoes associating with
FMRP reveal deficits in cellular functioning in Fmr1 null mice. Neuron 2003; 7(3): 417-431.
[41] MORALES J, HIESINGER PR, SCHROEDER AJ, KUME K, VERSTREKEN P, JACKSON FR,
NELSON DL, HASSAN BA. Drosophila fragile X protein, DFXR, regulates neuronal morphology
and function in the brain. Neuron 2002; 34: 961–972.
474
S. O. RZOŃCA, M. E. GOS
[42] MUDDASHETTY RS, KELIC S, GROSS C, XU M, BASSELL GJ. Dysregulated metabotropic
glutamate receptor-dependent translation of AMPA receptor and postsynaptic density-95 mRNAs at
synapses in a mouse model of fragile X syndrome. J Neurosci 2007; 27: 5338–5348.
[43] NAPOLI I, MERCALDO V, BOYL PP, ELEUTERI B, ZALFA F, DE RUBEIS S, DI MARINO D,
MOHR E, MASSIMI M, FALCONI M, WITKE W, COSTA-MATTIOLI M, SONENBERG N,
ACHSEL T, BAGNI C. The fragile X syndrome protein represses activity-dependent translation
through CYFIP1, a new 4E-BP. Cell 2008; 134(6): 1042-54.
[44] NIELSEN DM, DERBER WJ, MCCLELLAN DA, CRNIC LS. Alterations in the auditory startle
response in Fmr1 targeted mutant mouse models of fragile X syndrome. Brain Res 2002; 927(1): 8-17.
[45] NIMCHINSKY EA, OBERLANDER AM, SVOBODA K. Abnormal development of dendritic spines
in FMR1 knock-out mice. J Neurosci 2001; 21: 5139–146.
[46] OBERLE I, ROUSSEAU F, HEITZ D, KRETZ C, DEVYS D, HANAUER A, BOUE J, BERTHEAS
MF, MANDEL, JL. Instability of a 550-base pair DNA segment and abnormal methylation in fragile X
syndrome. Science 1991; 252: 1097-1102.
[47] OOSTRA BA, WILLEMSEN R. FMR1: a gene with three faces. Biochim Biophys Acta 2009;
1790(6): 467-477.
[48] [48] PACEY LK, DOERING LC. Developmental expression of FMRP in the astrocyte lineage:
implications for fragile X syndrome. Glia 2007; 55(15): 1601-1609.
[49] PARK S, PARK JM, KIM S, KIM JA, SHEPHERD JD, SMITH-HICKS CL, CHOWDHURY S,
KAUFMANN W, KUHL D, RYAZANOV AG, HUGANIR RL, LINDEN DJ, WORLEY PF.
Elongation factor 2 and fragile X mental retardation protein control the dynamic translation of
Arc/Arg3.1 essential for mGluR-LTD. Neuron 2008; 10: 59(1): 70-83.
[50] PFEIFFER BE, HUBER KM. The state of synapses in fragile X syndrome. Neuroscientist 2009; 15(5):
5 49-67.
[51] PRICE TJ, RASHID MH, MILLECAMPS M, SANOJA R, ENTRENA JM, CERVERO F. Decreased
nociceptive sensitization in mice lacking the fragile X mental retardation protein: role of mGluR1/5
and mTOR. J Neurosci 2007; 27(51): 13958-13967.
[52] RAMOS A, HOLLINGWORTH D, ADINOLFI S, CASTETS M, KELLY G, FRENKIEL TA,
BARDONI B, PASTORE A. The structure of the N-terminal domain of the fragile X mental
retardation protein: a platform for protein-protein interaction. 2006; 14(1): 21-31.
[53] SLEGTENHORST-EEGDEMAN KE, DE ROOIJ DG, VERHOEF-POST M, VAN DE KANT HJ,
BAKKER CE, OOSTRA BA, GROOTEGOED JA, THEMMEN AP. Macroorchidism in FMR1
knockout mice is caused by increased Sertoli cell proliferation during testicular development.
Endocrinology. 1998; 139(1): 156-162.
[54] STOODLEY CJ, SCHMAHMANN JD. Functional topography in the human cerebellum: a metaanalysis of neuroimaging studies. Neuroimage. 2009: 44(2): 489-501.
[55] SUVRATHAN A, HOEFFER CA, WONG H, KLANN E, CHATTARJI S. Characterization and
reversal of synaptic defects in the amygdala in a mouse model of fragile X syndrome. Proc Natl Acad
Sci U S A. 2010; 107(25): 11591-11596.
[56] TUCKER B, RICHARDS RI, LARDELLI M. Contribution of mGluR and Fmr1 functional pathways
to neurite morphogenesis, craniofacial development and fragile X syndrome. Hum Mol Genet. 2006;
15(23): 3446-3458.
[57] VALVERDE R, EDWARDS L, REGAN L. Structure and function of KH domains. FEBS J 2008;
275(11): 2712-2726.
[58] VAN DAM D, D'HOOGE R, HAUBEN E, REYNIERS E, GANTOIS I, BAKKER CE, OOSTRA BA,
KOOY RF, DE DEYN PP. Spatial learning, contextual fear conditioning and conditioned emotional
response in Fmr1 knockout mice. Behav Brain Res 2000; 117: 127–136.
[59] VAN 'T PADJE S, ENGELS B, BLONDEN L, SEVERIJNEN LA, VERHEIJEN F, OOSTRA BA,
WILLEMSEN R. Characterisation of Fmrp in zebrafish: evolutionary dynamics of the fmr1 gene. Dev
Genes Evol 2005; 215(4): 198-206.
[60] VAN'T PADJE S, CHAUDHRY B, SEVERIJNEN LA, VAN DER LINDE HC, MIENTJES EJ,
OOSTRA BA, WILLEMSEN R. Reduction in fragile X related 1 protein causes cardiomyopathy and
muscular dystrophy in zebrafish. J Exp Biol 2009; 212: 2564-2570.
[61] VENERI M, ZALFA F, BAGNI C. FMRP and its target RNAs: fishing for the specificity. Neuroreport
2004; 15(16): 2447-2450.
ROLA BIAŁKA FMRP W ORGANIZMIE
475
[62] WANG L, HAGERMAN R, RATHMELL B, WANG P, BERRY-KRAVIS E. Arbaclofen treatment is
associated with global behavioral improvement in fragile X syndrome (FXS): results of a randomized,
controlled phase 2 trial. 2010 Annual Meeting of the Society for Developmental and Behavioral
Pediatrics, Sept 12, 2010, Boston, Massachusetts.
[63] WELLS DG. RNA-binding proteins: a lesson in repression. J Neurosci 2006; 26: 7135–7138.
[64] WILLEMSEN R, LEVENGA J, OOSTRA BA. CGG repeat in the FMR1 gene: size matters. Clin
Genet 2011; 80(3):214-225.
[65] www.clinicaltrials.gov
[66] www.genecards.org
[67] XU XL, LI Y, WANG F, GAO FB. The steady-state level of the nervous-system-specific microRNA124a is regulated by dFMR1 in Drosophila. J Neurosci 2008; 12; 28(46):11883-11889.
[68] YAN QJ, RAMMAL M, TRANFAGLIA M, BAUCHWITZ RP. Suppression of two major Fragile X
Syndrome mouse model phenotypes by the mGluR5 antagonist MPEP. Neuropharmacology 2005;
49(7): 1053-1066.
[69] YAN X, DENMAN RB. Conformational-dependent and independent RNA binding to the fragile
x mental retardation protein. J Nucleic Acids 2011; 246127.
[70] YAO A, JIN S, LI X, LIU Z, MA X, TANG J, ZHANG YQ. Drosophila FMRP regulates microtubule
network formation and axonal transport of mitochondria. Hum Mol Genet 2011; 20(1): 51-63.
[71] ZALFA F, ACHSEL T, BAGNI C. mRNPs, polysomes or granules: FMRP in neuronal protein
synthesis. Curr Opin Neurobiol 2006; 16(3): 265-269.
[72] ZALFA F, ELEUTERI B, DICKSON KS, MERCALDO V, DE RUBEIS S, DI PENTA A,
TABOLACCI E, CHIURAZZI P, NERI G, GRANT SG, BAGNI C. A new function for the fragile X
mental retardation protein in regulation of PSD-95 mRNA stability. Nat Neurosci 2007; 10: 578–587.
[73] ZANG JB, NOSYREVA ED, SPENCER CM, VOLK LJ, MUSUNURU K, ZHONG R, STONE EF,
YUVA-PAYLOR LA, HUBER KM, PAYLOR R, DARNELL JC, DARNELL RB. A mouse model of
the human Fragile X syndrome I304N mutation. PLoS Genet 2009; 5(12):e1000758.
Redaktor prowadzący – M. Nowicki
Otrzymano: 26.03.2012
Przyjęto: 14.08.2012
Sylwia Olimpia Rzońca
Instytut Matki i Dziecka
Zakład Genetyki Medycznej
ul. Kasprzaka 17a, 01-211 Warszawa
e-mail: [email protected]
476
S. O. RZOŃCA, M. E. GOS