COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV Test

Transkrypt

COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan®
CMV Test
DO STOSOWANIA W DIAGNOSTYCE IN VITRO.
CMV Test
CMVCAP
72 Tests
P/N: 04902068 190
Wash Reagent
PG WR
5.1 Liters
P/N: 03587797 190
ZASTOSOWANIE
Test COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV jest testem in vitro opartym na amplifikacji kwasu nukleinowego,
służącym do ilościowego oznaczania DNA wirusa cytomegalii w ludzkim osoczu z EDTA, wykorzystującym aparat COBAS®
AmpliPrep do automatycznego przetwarzania próbek oraz analizator COBAS® TaqMan® lub COBAS® TaqMan® 48 do
automatycznej amplifikacji i detekcji. Za pomocą testu można dokonywać oceny ilościowej DNA CMV w zakresie stężenia
150–10 000 000 kopii/ml. Jedna kopia DNA CMV (określonego na podstawie testu COBAS® AmpliPrep/COBAS®
TaqMan® CMV) odpowiada 0,91 jednostki międzynarodowej (IU) [1,1 kp/IU] według pierwszego międzynarodowego
standardu WHO dla ludzkiego wirusa cytomegalii dla technologii opartych na amplifikacji kwasów nukleinowych
(NIBSC 09/162)40.
Test ten, łącznie z objawami klinicznymi i innymi markerami laboratoryjnymi, znajduje zastosowanie w diagnozie i leczeniu
zakażenia CMV u pacjentów, u których CMV stanowi zagrożenie.
Test COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV nie jest przeznaczony do przesiewowego badania na obecność wirusa
CMV we krwi lub produktach krwiopochodnych ani do stosowania jako test diagnostyczny potwierdzający zakażenie
wirusem CMV. Wyniki uzyskane za pomocą testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV należy interpretować
w kontekście wszystkich istotnych objawów klinicznych oraz wyników badań laboratoryjnych.
PODSUMOWANIE I OBJAŚNIENIE TESTU
Ludzki wirus cytomegalii (HCMV lub CMV) jest patogenem należącym do rodziny wirusów Herpes, a jego obecność
stwierdzono zarówno w społeczeństwach uprzemysłowionych, jak i w izolowanych grupach plemiennych1,2. Może być
przenoszony przez krew, wydzielinę z górnych dróg oddechowych, mocz, wydzielinę szyjkową i pochwową, płyn nasienny,
mleko, łzy oraz kał3–9. Pierwotne zakażenia CMV u osób z prawidłową odpornością występują zazwyczaj bezobjawowo
i często prowadzą do niewykrytych utajonych zakażeń. Najczęstszymi miejscami zakażenia są komórki jednojądrzaste
krwi obwodowej oraz komórki śródbłonka naczyniowego. U człowieka CMV pozostaje w stanie utajonym w monocytach/
makrofagach2. Osoby z zakażeniem utajonym mogą okresowo wydzielać wirusa do płynów ustrojowych i w ten sposób
zarażać innych. Osoby z obniżoną odpornością, w tym niemowlęta, pacjenci po przeszczepach oraz pacjenci z AIDS,
należą do grupy wysokiego ryzyka wystąpienia ciężkiego zakażenia CMV, które może prowadzić do podwyższonej
zachorowalności i śmiertelności10. Do poważnych objawów klinicznych choroby wywołanej przez CMV należą: zespół
CMV, zapalenie siatkówki, nieżyt żołądkowo-jelitowy, zapalenie wątroby, zapalenie mózgu, zapalenie przełyku, zapalenie
jelit, zapalenie trzustki oraz zapalenie płuc1–13.
Do metod laboratoryjnych stosowanych w diagnostyce rozsianego zakażenia oraz aktywnej choroby narządu docelowego
spowodowanej przez ludzki wirus cytomegalii należą: wyizolowanie wirusa metodą hodowli z leukocytów krwi obwodowej
(ang. peripheral blood leukocytes, PBL), badanie histologiczne bioptatów, metody serologiczne, pomiar antygenu pp65
oraz detekcję DNA CMV przy użyciu łańcuchowej reakcji polimerazy (PCR)14. Metody oceny hodowli mają małą wartość
predykcyjną; wymagają od 48 godzin do 3 tygodni, a ich zastosowanie ograniczone jest do pacjentów z upośledzoną
odpornością. Ocena poziomu antygenu pp65 jest pracochłonna i wymaga opracowania próbki krwi w ciągu sześciu
godzin od jej pobrania, ponieważ przechowywanie próbki powoduje spadek poziomu antygenu15,22. Ocena pp65 jest
również trudna do przeprowadzenia u pacjentów z ciężką neutropenią.
Wykazano, że dodatnie wyniki DNA CMV w osoczu uzyskane przy użyciu metody PCR dobrze korelują z dodatnim
wynikiem w hodowli PBL oraz ze zwiększonym ryzykiem rozwoju systemowej choroby cytomegalowirusowej (CMV). Wiele
badań wykazuje związek między wiremią CMV a ryzykiem wystąpienia choroby spowodowanej przez wirusa CMV16–19.
Ryzyko choroby wywołanej przez CMV można w prosty sposób zdefiniować jako znacznego stopnia wiremię, co wskazuje
na ważną rolę miana wirusowego w patogenezie choroby18,27,30,31. Badania przeprowadzone u pacjentów po transplantacji
i chorych na AIDS wykazują, że detekcja DNA CMV przy pomocy PCR ma dużą wartość predykcyjną odnośnie do
dalszego rozwoju choroby i wystąpienia jej objawów17,23–26. Badania ilościowe poziomu DNA CMV wykazały, że
znacznego stopnia wiremia, jak i narastanie wiremii w czasie są uważane za najgorszy czynnik prognostyczny dla
licznych zagrożeń związanych z CMV18,27,28. Ponadto ilościowe badanie metodą PCR pozwala na monitorowanie
efektywności leczenia przeciwwirusowego oraz pośrednio na ocenę oporności wirusa26,29,30,32.
Część Informacje na temat wersji dokumentu znajduje się na końcu tego dokumentu.
04898362049-05PL
1
Doc Rev. 5.0
Zaleca się kontrolować wiremię CMV przy ustalaniu bieżących wytycznych terapeutycznych u pacjentów, u których
przeprowadzano przeszczep narządu miąższowego, dla oceny ryzyka wystąpienia choroby wywoływanej przez CMV
i potrzeby leczenia prewencyjnego, jak również monitorowania odpowiedzi pacjenta z aktywną chorobą wywołaną przez
CMV na leczenie21,22. Zaleca się również taką kontrolę w ramach diagnozowania choroby wywołanej przez CMV
u pacjentów po przeszczepie hematopoetycznych komórek macierzystych33.
ZASADY PROCEDURY
Test COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV jest testem amplifikacji kwasu nukleinowego służącym do ilościowego
oznaczania DNA wirusa cytomegalii (CMV) w ludzkim osoczu. Test COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV składa
się z dwóch głównych etapów: (1) przygotowania próbki w celu wyizolowania DNA CMV oraz (2) jednoczesnej amplifikacji
PCR docelowego DNA i detekcji rozszczepionej, podwójnie znakowanej sondy oligonukleotydowej swoistej dla łańcucha
docelowego.
Test COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV umożliwia automatyczne przygotowanie próbki, a następnie
automatyczną amplifikację PCR oraz detekcję docelowego DNA CMV i DNA standardu ilościowego CMV (ang. Quantitation
Standard, QS). Odczynnik Master Mix zawiera primery i sondy swoiste zarówno dla DNA CMV, jak i DNA CMV QS. Detekcji
amplifikowanego DNA dokonuje się przy użyciu swoistych dla sekwencji docelowych oraz swoistych dla standardu QS
podwójnie znakowanych sond oligonukleotydowych, pozwalających na niezależną identyfikację amplikonu CMV i amplikonu
CMV QS.
DNA CMV oznacza się ilościowo za pomocą standardu ilościowego CMV QS. Kompensuje on wpływ hamowania oraz
kontroluje proces przygotowywania i amplifikacji, pozwalając uzyskać dokładniejsze oznaczenie ilościowe DNA CMV
w każdej próbce. Standard ilościowy CMV QS to niezakaźny konstrukt DNA, zawierający identyczne miejsca wiązania
primerów jak docelowy DNA CMV oraz charakterystyczne miejsce wiązania sondy, umożliwiające odróżnienie amplikonu
CMV QS od amplikonu CMV.
Standard CMV QS jest dodawany do każdej próbki w znanej liczbie kopii i wraz z nią przechodzi przez kolejne etapy
procesu przygotowania oraz jednoczesnej amplifikacji PCR i detekcji rozszczepionych, podwójnie znakowanych sond
oligonukleotydowych. Analizator COBAS® TaqMan® lub analizator COBAS® TaqMan® 48 oblicza stężenie DNA CMV
w badanych próbkach przez porównywanie sygnału CMV z sygnałem standardu CMV QS dla każdej próbki i kontroli.
Wybór sekwencji docelowej
Próbki DNA wirusa CMV oraz DNA standardu CMV QS przygotowuje się przy użyciu techniki wiązania kwasów
nukleinowych na krzemionce, a jako primery w procesie amplifikacji DNA wirusa CMV i DNA standardu CMV QS
wykorzystywane są określone oligonukleotydy. Podwójnie znakowane sondy oligonukleotydowe swoiste dla sekwencji
docelowej oraz swoiste dla standardu QS pozwalają na niezależną identyfikację amplikonów CMV oraz CMV QS. W teście
COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV stosuje się dwa primery do reakcji PCR. Generująca sygnał, podwójnie
znakowana sonda ulega hybrydyzacji do jednej z dwóch nici i jest rozszczepiana przez polimerazę DNA Z05 podczas
wydłużania primerów.
Przygotowanie próbki
Próbka do testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV jest przygotowywana automatycznie w aparacie COBAS®
AmpliPrep przy użyciu techniki wiązania kwasów nukleinowych na krzemionce. W procedurze używana jest objętość
500 µl osocza. Cząsteczki wirusa CMV poddawane są lizie poprzez inkubację w podwyższonej temperaturze z proteazą
i chaotropowym buforem do lizy/wiążącym, który uwalnia kwasy nukleinowe i chroni uwolniony DNA wirusa CMV przed
znajdującymi się w osoczu cząsteczkami DNazy. Do każdej próbki wraz z odczynnikiem lizującym i szklanymi cząstkami
magnetycznymi wprowadzana jest proteaza oraz znana liczba cząsteczek DNA standardu CMV QS. Mieszanina
poddawana jest następnie inkubacji, a DNA wirusa CMV oraz DNA standardu CMV QS ulegają związaniu na powierzchni
szklanych cząstek magnetycznych. Substancje niezwiązane, takie jak sole, białka i inne zanieczyszczenia pochodzenia
komórkowego, ulegają usunięciu poprzez przepłukiwanie szklanych cząsteczek magnetycznych. Po oddzieleniu
cząsteczek szkła magnetycznego i zakończeniu procesu przepłukiwania adsorbowane kwasy nukleinowe ulegają
wymywaniu przy użyciu roztworu wodnego w podwyższonej temperaturze. Tak przygotowana próbka, zawierająca
uwolnione DNA wirusa CMV i DNA standardu CMV QS, jest dodawana do mieszaniny do amplifikacji i umieszczana
w analizatorze COBAS® TaqMan® lub analizatorze COBAS® TaqMan® 48.
04898362049-05PL
2
Doc Rev. 5.0
Amplifikacja PCR
Reakcję amplifikacji PCR przeprowadza się z użyciem termostabilnego, rekombinowanego enzymu polimerazy DNA Z05
Thermus specie (Z05). W obecności jonów magnezu (Mg2+) i w odpowiednich warunkach układu buforowego, Z05 wykazuje
aktywność polimerazy DNA34. Umożliwia to prowadzenie amplifikacji PCR równocześnie z detekcją amplikonu w czasie
rzeczywistym.
Przetworzone próbki dodaje się do mieszaniny amplifikacyjnej w probówkach do amplifikacji (K-tube), gdzie zachodzi
amplifikacja PCR. W obecności jonów Mg2+ i nadmiarze trójfosforanów dezoksyrybonukleotydów (dNTP), do których
należą trójfosforany dezoksyadenozyny, dezoksyguanozyny, dezoksycytydyny, dezoksyurydyny i dezoksytymidyny,
polimeraza Z05 wydłuża przyłączone w wyniku hybrydyzacji primery, tworząc nici DNA.
Amplifikacja sekwencji docelowej
Zainstalowany w analizatorze COBAS® TaqMan® lub analizatorze COBAS® TaqMan® 48 termocykler podgrzewa
mieszaninę reakcyjną w celu denaturacji dwuniciowego DNA i odsłonięcia sekwencji docelowych swoistych dla primerów.
Podczas schładzania mieszaniny primery hybrydyzują do DNA docelowego. W obecności jonów Mg2+ i nadmiaru
trójfosforanów dezoksyrybonukleotydów (dNTP) Z05 wydłuża przyłączone primery wzdłuż docelowej matrycy, tworząc
dwuniciowe cząsteczki DNA, zwane amplikonami. Analizator COBAS® TaqMan® lub analizator COBAS® TaqMan® 48
automatycznie powtarza powyższy proces przez określoną liczbę cykli, w każdym z nich zmierzając do podwojenia ilości
amplikonu DNA. Wymagana liczba cykli jest zaprogramowana w analizatorze COBAS® TaqMan® lub analizatorze
COBAS® TaqMan® 48. Amplifikacja następuje tylko w strefie genomu CMV ograniczonej primerami; nie jest amplifikowany
cały genom CMV.
Amplifikacja wybiórcza
W teście COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV amplifikację wybiórczą docelowego kwasu nukleinowego z próbki
osiąga się dzięki zastosowaniu enzymu AmpErase (uracylo-N-glikozylaza) i trójfosforanu dezoksyurydyny (dUTP). Enzym
AmpErase rozpoznaje i katalizuje niszczenie nici DNA zawierających dezoksyurydynę35, lecz nie DNA zawierającego
dezoksytymidynę. W DNA występującym w naturze nie ma dezoksyurydyny, natomiast jest ona zawsze obecna
w amplikonie wskutek zastosowania trójfosforanu dezoksyurydyny jako jednego spośród trójfosforanów
dezoksyrybonukleotydu (dNTP) w odczynniku Master Mix. Dlatego dezoksyurydynę zawiera wyłącznie amplikon.
Dezoksyurydyna warunkuje wrażliwość zanieczyszczającego amplikonu na rozkład przez enzym AmpErase przed
amplifikacją docelowego DNA. Enzym AmpErase niszczy także wszystkie nieswoiste produkty reakcji powstałe po
wstępnej aktywacji odczynnika Master Mix przez jony magnezu. Enzym AmpErase zawarty w odczynniku Master Mix
katalizuje rozkład DNA zawierającego dezoksyurydynę w miejscu reszt dezoksyurydynowych przez otwarcie łańcucha
dezoksyrybozy w pozycji C1. Podczas ogrzewania w pierwszym cyklu termicznym łańcuch amplikonu DNA pęka
w miejscu, gdzie znajduje się dezoksyurydyna, w ten sposób wykluczając dalszą amplifikację DNA. Gdy enzym
AmpErase zostanie wystawiony na działanie temperatury powyżej 55°C, tj. w czasie trwania całego cyklu termicznego,
ulega inaktywacji i dlatego nie niszczy docelowego amplikonu utworzonego w trakcie amplifikacji.
Detekcja produktów reakcji PCR w teście COBAS® TaqMan®
W teście COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV wykorzystano technologię PCR w czasie rzeczywistym36,37 (ang.
real-time PCR). Zastosowanie sond podwójnie znakowanych barwnikiem fluorescencyjnym pozwala na detekcję w czasie
rzeczywistym gromadzenia się produktu reakcji PCR przez monitorowanie intensywności emisji fluorescencyjnych
barwników reporterowych uwalnianych w trakcie procesu amplifikacji. Sondy składają się z oligonukleotydów swoistych
dla wirusa CMV i standardu CMV QS znakowanych barwnikiem reporterowym i wygaszaczem. W teście COBAS®
AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV sondy dla wirusa CMV i standardu CMV QS są oznakowane różnymi
fluorescencyjnymi barwnikami reporterowymi. Gdy sondy są nienaruszone, fluorescencja barwnika reporterowego jest
tłumiona bliskością wygaszacza na zasadzie efektu przenoszenia energii typu Förstera. Podczas reakcji PCR sonda
ulega hybrydyzacji z sekwencją docelową, a następnie rozszczepieniu pod wpływem posiadanej przez termostabilną
polimerazę DNA Z05 aktywności 5'  3' nukleazy. Od chwili uwolnienia i rozdzielenia reportera i wygaszacza nie
zachodzi już zjawisko wygaszania, a aktywność fluorescencyjna barwnika reporterowego nasila się. Amplifikację DNA
wirusa CMV oraz DNA CMV QS mierzy się niezależnie od siebie, wykorzystując różne długości fal. Proces ten powtarza
się przez określoną liczbę cykli, a w każdym cyklu następuje efektywne zwiększenie intensywności emisji poszczególnych
barwników reporterowych, umożliwiając niezależną identyfikację DNA wirusa CMV oraz DNA CMV QS. Cykl PCR,
w którym krzywa wzrostu rozpoczyna wzrost wykładniczy, jest zależny od ilości materiału startowego na początku
reakcji PCR.
04898362049-05PL
3
Doc Rev. 5.0
Podstawy oceny ilościowej w teście COBAS® TaqMan®
Test COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV zapewnia dokładność wyników oznaczeń ilościowych w bardzo
szerokim zakresie dynamiki, ponieważ monitorowanie amplikonu przeprowadza się w trakcie fazy wykładniczej
amplifikacji. Im wyższe jest miano wirusa CMV w badanej próbce, tym wcześniej fluorescencja barwnika reporterowego
sondy CMV wzrasta powyżej wyjściowego poziomu fluorescencji (patrz rysunek 1). Ponieważ ilość DNA standardu CMV
QS jest stała we wszystkich próbkach, fluorescencja barwnika reporterowego sondy CMV QS powinna pojawiać się
w każdej próbce po podobnej liczbie cykli (patrz rysunek 2). W próbkach, w których fluorescencja standardu QS jest
nieprawidłowa, stężenie jest poddawane odpowiedniej modyfikacji. Pojawienie się swoistych sygnałów fluorescencyjnych
jest rejestrowane jako krytyczna wartość progowa (Ct). Wartość Ct definiuje się jako liczbę cykli, po której fluorescencja
barwnika reporterowego przekracza ustaloną wcześniej wartość progową (ustalony poziom fluorescencji)
i zapoczątkowuje fazę wykładniczego wzrostu siły sygnału (patrz rysunek 3). Większa wartość Ct wskazuje na niższe
miano początkowe docelowych sekwencji CMV. Uogólniając, 2-krotny wzrost miana koreluje ze zmniejszeniem wartości
Ct docelowego DNA wirusa CMV o 1, natomiast 10-krotny wzrost miana koreluje ze zmniejszeniem Ct o 3,3.
Rysunek 1 przedstawia przykładowe krzywe wzrostu dla sekwencji docelowej w serii rozcieńczeń, obejmującej przedział
5-krotnej wartości log10. W miarę wzrostu stężenia wirusów krzywe wzrostu przesuwają się w kierunku wcześniejszych
cykli. Zatem krzywa wzrostu leżąca najdalej na lewo odzwierciedla najwyższy poziom miana wirusa, a krzywa wzrostu
leżąca najdalej na prawo oznacza najniższy poziom miana wirusa.
Normalizowana fluorescencja
Rysunek 1
Krzywe wzrostu dla sekwencji docelowej w serii rozcieńczeń wirusa
obejmującej zakres 5-krotnej wartości log10
Miano najwyższe
Miano najniższe
Liczba cykli
Rysunek 2 przedstawia przykładowe krzywe wzrostu dla standardu Quantitation Standard w próbkach z serią rozcieńczeń
wirusa obejmującą zakres 5-krotnej wartości log10. Ilość dodanego do każdej próbki preparatu Quantitation Standard jest
stała dla każdej reakcji. Wartość Ct dla preparatu Quantitation Standard jest podobna niezależnie od miana wirusa.
04898362049-05PL
4
Doc Rev. 5.0
Rysunek 2
Krzywe wzrostu dla standardu ilościowego w serii rozcieńczeń wirusa
obejmującej zakres 5-krotnej wartości log10
Miano najniższe
Miano najwyższe
Liczba cykli
Rysunek 3 przedstawia na przykładzie, w jaki sposób wartości fluorescencji w każdym cyklu są normalizowane dla każdej
krzywej wzrostu. Liczbę cykli cząstkowych (Ct) oblicza się w chwili, gdy sygnał fluorescencyjny przekracza ustalony
poziom fluorescencji.
Rysunek 3
Wartości fluorescencji w każdym cyklu są normalizowane dla każdej krzywej wzrostu
Ustalony poziom fluorescencji
Wartość Ct = 27,3
Liczba cykli
04898362049-05PL
5
Doc Rev. 5.0
Ocena ilościowa DNA CMV
Test COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV służy do ilościowego oznaczania stężenia DNA wirusa CMV
z wykorzystaniem drugiej sekwencji docelowej (preparat CMV Quantitation Standard), którą w znanym stężeniu dodaje
się do każdej próbki testowej. Standard CMV QS jest niezakaźnym konstruktem DNA zawierającym fragmenty sekwencji
wirusa CMV z obszarami wiązania primerów, które są identyczne z obszarami wiązania na docelowej sekwencji wirusa
CMV. Standard CMV QS zawiera miejsca wiązania primerów CMV i daje produkt amplifikacji o takiej samej długości
i składzie zasad jak w docelowym DNA wirusa CMV. Obszar wiązania sondy detekcyjnej w obrębie CMV QS został
zmodyfikowany, aby umożliwić odróżnienie amplikonu CMV QS od amplikonu docelowego CMV.
Podczas fazy hybrydyzacji reakcji PCR w analizatorze COBAS® TaqMan® lub analizatorze COBAS® TaqMan® 48 próbki
zostają oświetlone i wzbudzone światłem przefiltrowanym, a następnie rejestruje się wyniki emisji przefiltrowanej
fluorescencji każdej próbki. Odczyty dotyczące poszczególnych próbek poddaje się korekcji w celu wyeliminowania
zmienności wywołanej działaniem instrumentów. Aparat wprowadza odczyty fluorescencji do programu AMPLILINK
i zapisuje w bazie danych. Stosuje się metodę odczytów wstępnych do określenia, czy DNA wirusa CMV oraz DNA
standardu CMV QS reprezentują zestawy, które można uznać za ważne; w sytuacji, gdy dane nie mieszczą się
w ustalonych granicach, generowane są odpowiednie oflagowania. Po ukończeniu i pomyślnej ocenie wszystkich
odczytów wstępnych odczyty fluorescencji są następnie przetwarzane w celu obliczenia wartości Ct dla DNA wirusa CMV
i DNA standardu CMV QS. Tablica swoistych dla danej serii stałych kalibracji dołączona do testu COBAS® AmpliPrep/
COBAS® TaqMan® CMV służy do obliczania wartości miana próbek i kontroli na podstawie wartości Ct DNA wirusa CMV
oraz DNA standardu CMV QS. Wyniki oznaczenia miana podaje się jako liczbę jednostek międzynarodowych/ml (IU/ml)
lub kopii/ml (kp/ml).
ODCZYNNIKI
COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV Test
(P/N: 04902068 190)
CMVCAP
72 testy
CMV CS1
(Kaseta odczynnikowa z cząsteczkami magnetycznymi)
Szklane cząsteczki magnetyczne
Bufor Tris-base
0,09% azydku sodu
0,1% metyloparaben
1 x 72 testy
CMV CS2
(Kaseta z odczynnikiem lizującym do oznaczeń CMV)
Cytrynian sodu dwuwodny
42,5% tiocyjanian guanidyny
3,6% polidokanol
1,8% ditiotreitol
Xn
42,5% (wagowo) tiocyjanian guanidyny
1 x 72 testy
Produkt szkodliwy
R20/21/22, R52/53, R32: Działa szkodliwie przez drogi oddechowe, w kontakcie ze
skórą i po połknięciu. Działa szkodliwie na organizmy wodne;
może powodować długo utrzymujące się niekorzystne zmiany
w środowisku wodnym. W kontakcie z kwasami uwalnia
bardzo toksyczne gazy.
S24/25, S36/37/39, S61: Unikać zanieczyszczenia skóry i oczu. Nosić odpowiednią
odzież ochronną, odpowiednie rękawice ochronne i okulary lub
ochronę twarzy. Unikać zrzutów do środowiska. Postępować
zgodnie z instrukcją lub kartą charakterystyki.
04898362049-05PL
6
Doc Rev. 5.0
CMV CS3
Kaseta wieloodczynnikowa do oznaczeń CMV, zawierająca:
1 x 72 testy
1 x 3,8 ml
Pase
(Roztwór proteinazy)
Bufor Tris
< 0,05% EDTA
Chlorek wapnia
Octan wapnia
≤ 7,8% proteinaza
Glicerol
Xn
≤ 7,8% (wagowo) proteinaza
Produkt szkodliwy
R36, R42: Działa drażniąco na oczy. Może powodować uczulenie w następstwie
narażenia drogą oddechową.
S23, S45: Nie wdychać pary. W przypadku awarii lub jeżeli źle się poczujesz,
niezwłocznie zasięgnij porady lekarza — jeżeli to możliwe, pokaż
etykietę.
1 x 8,1 ml
EB
(Bufor do elucji)
Bufor Tris-base
Wodorotlenek sodu
0,09% azydku sodu
CMV CS4
Kaseta odczynników swoistych dla testu do oznaczeń CMV zawierająca:
1 x 72 testy
CMV QS
(Standard ilościowy CMV)
Bufor Tris-HCl
EDTA
< 0,005% Poly rA RNA (syntetyczny)
< 0,001% niezakaźny plazmid DNA (bakteryjny) zawierający sekwencje CMV
wiążące primery i unikalny region wiążący sondę
0,05% azydku sodu
1 x 6,2 ml
CMV MMX
(Odczynnik CMV Master Mix)
Bufor Tricine
Octan potasu
Wodorotlenek potasu
< 20% dimetylosulfotlenek
Glicerol
< 0,05% dATP, dCTP, dGTP, dUTP, dTTP
< 0,01% primery sensowne i antysensowne CMV
< 0,01% aptamer oligonukleotydowy
< 0,01% znakowane barwnikami fluorescencyjnymi sondy oligonukleotydowe
swoiste dla CMV oraz standardu oznaczenia CMV Quantitation Standard
< 0,05% polimeraza DNA Z05 (bakteryjna)
< 0,1% enzymu AmpErase (uracylo-N-glikozylazy) (bakteryjnej)
0,09% azydku sodu
1 x 3,2 ml
MgCl2
(Roztwór magnezu CAP/CTM)
< 0,6% chlorku magnezu
0,09% azydku sodu
1 x 9,8 ml
04898362049-05PL
7
Doc Rev. 5.0
CMV H(+)C
(Kontrola CMV wysoko dodatnia)
< 0,001% fag lambda zawierający DNA wirusa CMV
Osocze ludzkie niereaktywne w testach licencjonowanych przez US FDA w zakresie
przeciwciał przeciwko HCV, przeciwciał przeciwko HIV-1/2 i antygenu HIV p24 lub
RNA HIV-1, HBsAg; DNA wirusa CMV niewykrywalne przy użyciu metod PCR
0,1% substancja konserwująca ProClin® 300
Xi
mieszanina 5-chloro-2-metylo-2H-izotiazolo-3-onu
i 2-metylo-2H-izotiazolo-3-onu (3 : 1)
6 x 0,65 ml
Produkt drażniący
S24, S37: Unikać zanieczyszczenia skóry. Nosić odpowiednie rękawice ochronne.
R43:
Może powodować uczulenie w kontakcie ze skórą.
CMV L(+)C
(Kontrola CMV nisko dodatnia)
< 0,001% fag lambda zawierający DNA wirusa CMV w średnim stężeniu około 100 razy
mniejszym niż średnie stężenie DNA wirusa CMV w CMV H(+)C
przeciwciał przeciwko HCV, przeciwciał przeciwko HIV-1/2 i antygenu HIV p24 lub
RNA HIV-1, HBsAg; DNA wirusa CMV niewykrywalne przy użyciu metod PCR
Xi
6 x 0,65 ml
Produkt drażniący
R43:
CMV (–) C
(Kontrola ujemna CMV)
przeciwciał przeciwko HCV, przeciwciał przeciwko HIV-1/2 i antygenu HIV p24
lub RNA HIV-1, HBsAg; DNA wirusa CMV niewykrywalne przy użyciu metod PCR
Xi
6 x 0,65 ml
Produkt drażniący
R43:
CMV H(+)C Clip
(Klips z kodem kreskowym dla kontroli CMV wysoko dodatniej)
1 x 6 klipsów
CMV L(+)C Clip
(Klips z kodem kreskowym dla kontroli CMV nisko dodatniej)
1 x 6 klipsów
CMV (–) C Clip
(Klips z kodem kreskowym dla kontroli ujemnej CMV)
1 x 6 klipsów
COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® Wash Reagent
Odczynnik płuczący COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan®
(P/N: 03587797 190)
PG WR
1 x 5,1 l
PG WR
(Odczynnik płuczący COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan®)
Cytrynian sodu dwuwodny
< 0,1% N-metyloizotiazolon-HCl
04898362049-05PL
8
Doc Rev. 5.0
OSTRZEŻENIA I ŚRODKI OSTROŻNOŚCI
A. DO STOSOWANIA W DIAGNOSTYCE IN VITRO.
B. Test jest przeznaczony do stosowania z osoczem ludzkim pobranym na antykoagulant EDTA.
C. Nie należy pipetować za pomocą ust.
D. Nie jeść, nie pić ani nie palić w obszarach roboczych laboratorium. Posługując się próbkami i odczynnikami
z zestawów, należy stosować jednorazowe rękawice, fartuchy laboratoryjne oraz odpowiednią ochronę oczu.
Dokładnie umyć ręce po pracy z próbkami i odczynnikami testowymi.
E. Przy pobieraniu materiału z fiolek kontroli unikać skażenia odczynników bakteriami lub nukleazą.
F. Zaleca się używanie jałowych jednorazowych pipet oraz końcówek pipet niezawierających DNazy.
G. Nie mieszać kontroli pochodzących z różnych serii lub różnych fiolek tej samej serii.
H. Nie mieszać ze sobą kaset odczynników lub kontroli pochodzących z różnych zestawów.
I.
Nie otwierać kaset COBAS® AmpliPrep; nie wymieniać, nie mieszać, nie usuwać ani nie dodawać butelek do kasety.
J.
Wyrzucić wszystkie niezużyte odczynniki, odpady i próbki, postępując zgodnie z przepisami krajowymi, federalnymi,
stanowymi i lokalnymi.
K. Nie używać zestawu po upływie daty ważności.
L. Karty charakterystyki substancji niebezpiecznych (MSDS, ang. Material Safety Data Sheet) są dostępne na żądanie
w miejscowym przedstawicielstwie firmy Roche.
M. Z próbkami oraz kontrolami należy obchodzić się jak z materiałem zakaźnym, stosując bezpieczne procedury
laboratoryjne przedstawione w Biosafety in Microbiological and Biomedical Laboratories38 oraz w CLSI Document
M29-A339. Dokładnie wyczyścić i zdezynfekować wszystkie powierzchnie robocze świeżo przygotowanym
0,5-procentowym roztworem podchlorynu sodowego w wodzie dejonizowanej lub destylowanej.
Uwaga:
Dostępny w handlu płynny domowy wybielacz zazwyczaj zawiera podchloryn sodu w stężeniu
5,25%. Rozcieńczenie domowego wybielacza w stosunku 1:10 pozwoli uzyskać roztwór
0,5% podchlorynu sodu.
N. UWAGA: Odczynniki CMV (–) C, CMV L(+)C i CMV H(+)C zawierają ludzkie osocze otrzymane z krwi ludzkiej.
Materiał źródłowy został przebadany i uznany za niereaktywny pod względem obecności antygenu powierzchniowego
wirusa zapalenia wątroby typu B (HBsAg), przeciwciał przeciwko HIV-1/2 oraz HCV, a także antygenu HIV p24 lub
RNA HIV-1. Testowanie ujemnego osocza ludzkiego metodą PCR nie wykazało obecności DNA wirusa CMV. Nie ma
znanych metod testowych mogących zapewnić całkowitą pewność, że produkty pochodzące z krwi ludzkiej nie
przenoszą czynników zakaźnych. Dlatego każdy materiał pochodzenia ludzkiego należy traktować jako potencjalnie
zakaźny. Z odczynnikami CMV (–) C, CMV L(+)C i CMV H(+)C należy obchodzić się jak z materiałem zakaźnym,
stosując bezpieczne procedury laboratoryjne przedstawione w Biosafety in Microbiological and Biomedical
Laboratories38 oraz w CLSI Document M29-A339. Dokładnie wyczyścić i zdezynfekować wszystkie powierzchnie
robocze świeżo przygotowanym 0,5% roztworem podchlorynu sodowego w wodzie dejonizowanej lub destylowanej.
O. Odczynniki MGP, EB, CMV QS, MgCl2 i CMV MMX zawierają azydek sodu. Azydek sodu może reagować
z instalacjami wodno-kanalizacyjnymi wykonanymi z ołowiu lub miedzi, tworząc silnie wybuchowe azydki metali.
Usuwając roztwory zawierające azydek sodu do zlewów laboratoryjnych, należy spłukać je dużą ilością wody, aby
zapobiec nagromadzeniu azydków.
P. Podczas pracy z jakimkolwiek odczynnikiem należy używać osłon na oczy oraz fartuchów laboratoryjnych i rękawic
jednorazowych. Należy unikać kontaktu wymienionych materiałów ze skórą, oczami i błonami śluzowymi. Jeżeli
dojdzie do kontaktu, trzeba natychmiast spłukać dużą ilością wody. Jeżeli nie zostaną podjęte odpowiednie środki,
może dojść do oparzeń. W razie rozlania wspomnianych odczynników należy przed wytarciem plam rozcieńczyć je
wodą.
Q. Nie dopuszczać do kontaktu CMV CS2 i odpadów płynnych z aparatu COBAS® AmpliPrep zawierających tiocyjanian
guanidyny z roztworem podchlorynu sodu (wybielaczem). Takie mieszaniny mogą spowodować powstanie silnie
toksycznego gazu.
R. Podczas utylizacji zużytych zestawów do przetwarzania próbek COBAS® AmpliPrep Sample Processing Units (SPU)
zawierających tiocyjanian guanidyny należy unikać ich kontaktu z roztworem podchlorynu sodu (wybielaczem). Takie
mieszaniny mogą spowodować powstanie silnie toksycznego gazu.
04898362049-05PL
9
Doc Rev. 5.0
WYMAGANIA DOTYCZĄCE PRZECHOWYWANIA I UŻYTKOWANIA
A. Nie zamrażać odczynników ani kontroli.
B. Odczynniki CMV CS1, CMV CS2, CMV CS3 i CMV CS4 należy przechowywać w temperaturze od 2 do 8°C.
Odczynniki te, jeśli są nieużywane, są stabilne aż do upływu podanej daty ważności. Po otwarciu odczynniki
zachowują stabilność przez 70 dni w temperaturze od 2 do 8°C lub do upływu daty ważności, zależnie od tego, co
nastąpi wcześniej. Odczynniki CMV CS1, CMV CS2, CMV CS3 i CMV CS4 mogą być stosowane przez maksymalnie
6 cykli pracy urządzenia, łącznie przez okres do 100 godzin pracy w aparacie COBAS® AmpliPrep. Pomiędzy
kolejnymi cyklami pracy odczynniki należy przechowywać w temperaturze 2–8°C.
C. Odczynniki CMV H(+)C, CMV L(+)C i CMV (–) C należy przechowywać w temperaturze od 2 do 8°C. Kontrole są
stabilne aż do upływu podanej daty ważności. Po otwarciu niewykorzystane do badania odczynniki należy wyrzucić.
D. Klipsy z kodem kreskowym [CMV H(+)C Clip, CMV L(+)C Clip i CMV (–) C Clip] należy przechowywać
w temperaturze 2–30°C.
E. Odczynnik PG WR przechowywać w temperaturze 2–30°C. Odczynnik PG WR zachowuje stabilność do upływu
podanej daty ważności. Po otwarciu odczynnik zachowuje stabilność przez 28 dni w temperaturze 2–30°C lub do
upływu daty ważności, zależnie od tego, co nastąpi wcześniej.
DOSTARCZONE MATERIAŁY
A. COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV Test
(P/N: 04902068 190)
CMVCAP
CMV CS1
(Kaseta zawierająca szklane cząsteczki magnetyczne do oznaczeń CMV)
CMV CS2
(Kaseta z odczynnikiem lizującym do oznaczeń CMV)
CMV CS3
(Kaseta wieloodczynnikowa do oznaczeń CMV)
CMV CS4
(Kaseta odczynników swoistych dla testu do oznaczeń CMV)
CMV H(+)C
(Kontrola CMV wysoko dodatnia)
CMV L(+)C
(Kontrola CMV nisko dodatnia)
CMV (–) C
(Kontrola ujemna CMV)
CMV H(+)C Clip
(Klips z kodem kreskowym dla kontroli CMV wysoko dodatniej)
CMV L(+)C Clip
(Klips z kodem kreskowym dla kontroli CMV nisko dodatniej)
CMV (–) C Clip
(Klips z kodem kreskowym dla kontroli ujemnej CMV)
B. COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® Wash Reagent
Odczynnik płuczący COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan®
(P/N: 03587797 190)
PG WR
PG WR
(Odczynnik płuczący COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan®)
04898362049-05PL
10
Doc Rev. 5.0
MATERIAŁY WYMAGANE, LECZ NIEDOSTARCZANE
Przyrządy i oprogramowanie

Aparat COBAS® AmpliPrep

Analizator COBAS® TaqMan® lub analizator COBAS® TaqMan® 48

Opcjonalnie: stacja dokująca

Opcjonalnie: aparat cobas p 630

Program AMPLILINK w wersji 3.3 Series

Stacja danych z oprogramowaniem AMPLILINK, wyposażona w drukarkę
Podręczniki oprogramowania AMPLILINK w wersji serii 3.3:
– Instrukcja obsługi urządzenia COBAS® AmpliPrep współpracującego z analizatorem COBAS® TaqMan®,
analizatorem COBAS® TaqMan® 48, analizatorem COBAS® AMPLICOR® lub aparatem cobas p 630 oraz
oprogramowaniem AMPLILINK w wersji serii 3.2 i 3.3
– Instrukcja obsługi analizatora COBAS® TaqMan® (z opcjonalną stacją dokującą) do użytku z podręcznikiem
oprogramowania AMPLILINK w wersji serii 3.2 i 3.3
– Instrukcja obsługi analizatora COBAS® TaqMan® 48 do użytku z podręcznikiem oprogramowania AMPLILINK
w wersji serii 3.2 i 3.3
– Instrukcja obsługi oprogramowania AMPLILINK w wersji 3.3 do użytku z urządzeniem COBAS® AmpliPrep,
analizatorem COBAS® TaqMan®, analizatorem COBAS® TaqMan® 48, analizatorem COBAS® AMPLICOR®
oraz aparatem cobas p 630
– Opcjonalnie: podręcznik użytkownika aparatu cobas p 630 z oprogramowaniem w wersji 2.2
Materiały jednorazowe

Jednostki przetwarzania próbki: SPU

Probówki wejściowe na próbki (ang. S-tube input) z klipsami z kodem kreskowym

Statywy z końcówkami K

Statywy z probówkami K
INNE MATERIAŁY WYMAGANE, LECZ NIEDOSTARCZANE

Statyw na próbki (statyw SK24)

Statyw na odczynnik

Statyw na SPU

Nośnik K

Transporter nośników K

Statyw na nośniki K (wymagany tylko do analizatora COBAS® TaqMan® 48)

Pipetory z barierą aerozolową lub końcówkami dodatniego wypierania niezawierającymi DNazy (pojemność
1000 µl)*

Rękawice jednorazowe bezpudrowe

Mieszadło wibracyjne
* Dokładność pipetorów musi mieścić się w zakresie 3% podanej objętości. Tam gdzie jest to wymagane, należy używać
pozbawionych DNazy końcówek z barierą aerozolową lub końcówek dodatniego wypierania w celu zapobieżenia
skażeniu krzyżowemu między próbką i amplikonem.
04898362049-05PL
11
Doc Rev. 5.0
POBIERANIE, TRANSPORT I PRZECHOWYWANIE PRÓBEK
Uwaga: Ze wszystkimi próbkami i próbami kontrolnymi należy obchodzić się jak z materiałem potencjalnie
zakaźnym.
Uwaga: Ten test został zatwierdzony wyłącznie do badania ludzkiego osocza pobranego jako antykoagulant.
Badanie innych rodzajów próbek może dawać nieprawidłowe wyniki.
A. Pobieranie próbek
Test COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV jest przeznaczony do stosowania z próbkami osocza. Krew należy
pobierać do jałowych probówek zawierających EDTA (korek lawendowy) jako antykoagulant, a następnie mieszać
zgodnie z zaleceniami producenta probówki.
B. Transport próbek
Krew pełną należy przechowywać w temperaturze 2–25°C nie dłużej niż 6 godzin. Oddzielić osocze od pełnej krwi
w ciągu 6 godzin od pobrania, odwirowując (800–1600 x g przez 20 minut) w temperaturze pokojowej. Osocze należy
przenieść do jałowych probówek polipropylenowych.
Transport pełnej krwi lub osocza musi przebiegać zgodnie z przepisami krajowymi i lokalnymi dotyczącymi transportu
czynników zakaźnych41. Krew pełną należy transportować w temperaturze 2–25°C i odwirować w ciągu 6 godzin od
pobrania. Osocze należy transportować w temp. 2–8°C lub zamrożone w temp. ≤ –20°C.
C. Przechowywanie próbek
Próbki osocza można przechowywać w temperaturze 2–8°C do 7 dni. Próbki osocza wykazują stabilność przez 6 tygodni
w stanie zamrożenia w temperaturze ≤ –20°C. Zaleca się przechowywanie próbek w porcjach o objętości 550–600 µl
w sterylnych polipropylenowych probówkach o pojemności 2,0 ml z nakrętką (takich jak Sarstedt 72.694.006). Rysunek
4 przedstawia dane dotyczące stabilności próbek pochodzące z badań nad przechowywaniem próbek przeprowadzonych
z użyciem testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV.
Rysunek 4
Stabilność wirusa CMV w osoczu z dodatkiem EDTA
Log10 miana (kp/ml)
3,50
3,00
2,50
2,00
1,50
1,00
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Próbka
2–8ºC 0 dni
2–8ºC 3 dni
2–8ºC 7 dni
–20ºC 6 tyg.
Próbki osocza można zamrażać i rozmrażać do 3 razy bez znacznej utraty DNA wirusa CMV. Rysunek 5 przedstawia
dane pochodzące z badania dotyczącego zamrażania i rozmrażania przeprowadzonego z użyciem testu COBAS®
AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV.
04898362049-05PL
12
Doc Rev. 5.0
Rysunek 5
Wyniki oznaczania wirusa CMV po zastosowaniu do 3 cykli zamrażania i rozmrażania (Z–R) próbki
(osocze z dodatkiem EDTA)
Log10 miana (kp/ml)
3,50
3,00
2,50
2,00
1,50
1,00
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Próbka
Zamrażanie/rozmrażanie 0 x
INSTRUKCJA UŻYTKOWANIA
Uwaga: Szczegółowe instrukcje obsługi, szczegółowy opis dotyczący możliwych konfiguracji, drukowania
wyników oraz interpretacji oflagowań wyników, komentarze i komunikaty o błędach można znaleźć w:
(1) instrukcji obsługi urządzenia COBAS® AmpliPrep do użytku z analizatorem COBAS® TaqMan®,
analizatorem COBAS® TaqMan® 48, analizatorem COBAS® AMPLICOR® lub aparatem cobas p 630
i oprogramowaniem AMPLILINK w wersji serii 3.3; (2) instrukcji obsługi analizatora COBAS® TaqMan®
(z opcjonalną stacją dokującą) do użytku z oprogramowaniem AMPLILINK w wersji serii 3.2 i 3.3;
(3) instrukcji obsługi analizatora COBAS® TaqMan® 48 do użytku z podręcznikiem oprogramowania
AMPLILINK w wersji serii 3.2 i 3.3; (4) podręczniku obsługi oprogramowania AMPLILINK w wersji serii
3.3 do użytku z urządzeniem COBAS® AmpliPrep, analizatorem COBAS® TaqMan®, analizatorem
COBAS® TaqMan® 48, analizatorem COBAS® AMPLICOR® i aparatem cobas p 630; (5) opcjonalnie
w podręczniku użytkownika aparatu cobas p 630 z oprogramowaniem w wersji 2.2.
Wielkość serii
Każdy zestaw zawiera odczynniki wystarczające do 72 testów, które można przeprowadzać w seriach liczących
12–24 testów. Każda seria musi obejmować co najmniej jedno powtórzenie kontroli CMV (–) C, CMV L(+)C i CMV H(+)C
(patrz rozdział „Kontrola jakości”).
Przebieg pracy
Przebieg pracy analizatora COBAS® TaqMan® lub analizatora COBAS® TaqMan® 48 należy rozpocząć w ciągu 120 minut
od zakończenia przygotowywania próbki i kontroli.
Uwaga:
Próbek i kontroli po obróbce nie zamrażać ani nie przechowywać w temperaturze 2–8°C.
Przygotowanie próbki i kontroli
Uwaga:
W przypadku stosowania próbek zamrożonych należy je pozostawić w temperaturze pokojowej do
całkowitego rozmrożenia i przed użyciem wymieszać na mieszadle wibracyjnym przez 3–5 sekund.
Kontrole przed użyciem należy wyciągnąć z miejsca przechowywania o temperaturze 2–8°C
i pozostawić do ogrzania do temperatury pokojowej.
04898362049-05PL
13
Doc Rev. 5.0
Przygotowanie aparatu COBAS® AmpliPrep
Część A.
Konserwacja i płukanie
A1. Aparat COBAS® AmpliPrep w trybie oczekiwania (stand by) jest gotowy do pracy.
A2. Włącz stację roboczą programu AMPLILINK za pomocą przycisku ON. Przygotuj stację roboczą do pracy w następujący
sposób:
a.
Zaloguj się do systemu operacyjnego Windows® XP.
b.
Dwukrotnie kliknij ikonę programu AMPLILINK.
c.
Zaloguj się do programu AMPLILINK, wprowadzając przydzielony identyfikator użytkownika i hasło.
A3. Skontroluj stan odczynnika PG WR na ekranie Status i w razie potrzeby wymień go.
A4. Wykonaj wszystkie czynności konserwacyjne wyszczególnione w zakładce Due. Aparat COBAS® AmpliPrep
automatycznie przepłucze system.
Część B.
Uwaga:
Ładowanie kaset z odczynnikami
Wszystkie kasety odczynników należy wyjąć z miejsca przechowywania o temperaturze 2–8°C,
natychmiast załadować do aparatu COBAS® AmpliPrep i pozostawić do ogrzania do temperatury
pokojowej wewnątrz aparatu na co najmniej 30 minut przed rozpoczęciem przygotowywania pierwszej
próbki. Nie dopuszczać do ogrzania się kaset z odczynnikami do temperatury pokojowej poza aparatem
ze względu na możliwość skraplania pary na etykietach z kodem kreskowym. W przypadku pojawienia
się skroplonej pary nie ścierać jej z etykiet z kodem kreskowym.
B1. Umieść kasety CMV CS1 w statywie na odczynniki. Umieść kasety CMV CS2, CMV CS3 i CMV CS4 w osobnym
statywie na odczynniki.
B2. Włóż statyw na odczynniki zawierający CMV CS1 na pozycję A w aparacie COBAS® AmpliPrep.
B3. Włóż statyw na odczynniki zawierający CMV CS2, CMV CS3 i CMV CS4 na pozycję B, C, D lub E w aparacie
COBAS® AmpliPrep. Dodatkowe informacje przedstawiono w tabeli 1.
Część C.
Uwaga:
Ładowanie materiałów jednorazowych
Określ liczbę potrzebnych kaset odczynnikowych COBAS® AmpliPrep, zestawów Sample Processing
Units (SPU), probówek wejściowych próbki (S-tube), końcówek K-tip oraz probówek K-tube. Każda
próbka lub kontrola wymaga użycia jednej jednostki SPU, jednej probówki wejściowej S, jednej
końcówki K i jednej probówki K.
Aparat COBAS® AmpliPrep współpracujący z analizatorem COBAS® TaqMan® lub analizatorem COBAS® TaqMan® 48
charakteryzuje się wieloma możliwościami ustawień przebiegu pracy. Szczegółowe informacje — patrz tabela 1.
W zależności od wybranego ustawienia przebiegu pracy załaduj odpowiednią liczbę statywów z kasetami odczynników,
statywów na próbki z probówkami wejściowymi S, statywów z jednostkami SPU, statywów z końcówkami K, statywów
z probówkami K oraz nośników K w statywach na nośniki K na odpowiednie pozycje w aparacie COBAS® AmpliPrep
(dodatkowe informacje podano w tabeli 1).
C1. Umieść jednostki SPU w statywach i załaduj statywy na odpowiednie pozycje J, K lub L w aparacie COBAS®
AmpliPrep.
C2. W zależności od wybranego ustawienia przebiegu pracy włóż pełne statywy probówek K na pozycje M, N, O lub P
w aparacie COBAS® AmpliPrep.
C3. Załaduj pełne statywy z końcówkami K na pozycje M, N, O lub P w aparacie COBAS® AmpliPrep.
C4. W przypadku wybranego przebiegu pracy nr 3 analizatora COBAS® TaqMan® 48 włóż nośniki K do statywu na
nośniki K w miejsca M, N, O lub P w aparacie COBAS® AmpliPrep.
04898362049-05PL
14
Doc Rev. 5.0
Tabela 1
Możliwości ustawień przebiegu pracy aparatu COBAS® AmpliPrep
z analizatorem COBAS® TaqMan® lub analizatorem COBAS® TaqMan® 48
Przebieg pracy
1
2
3
Aparat COBAS®
AmpliPrep
plus
stacja dokująca
plus
analizator
COBAS®
TaqMan®
Aparat COBAS®
AmpliPrep
plus
analizator
COBAS®
TaqMan®
Aparat COBAS®
AmpliPrep
plus
analizatory
COBAS®
TaqMan® 48
04898362049-05PL
Sposób przeniesienia
do analizatora
COBAS® TaqMan®
lub analizatora
COBAS® TaqMan® 48
Automatyczne
przenoszenie
nośnika K
Ręczne przenoszenie
probówek K
w statywach na próbki
do analizatora
COBAS® TaqMan®
Ręczne przenoszenie
nośnika K za pomocą
statywów na nośniki K
do analizatora
COBAS® TaqMan® 48
Statywy, zasobniki i materiały
jednorazowe
Pozycja w aparacie
COBAS® AmpliPrep
Probówki K w pełnych statywach
na probówki K
M–P
Końcówki K w pełnych statywach
na końcówki K
M–P
Probówki wejściowe S zawierające
próbki oraz kontrole w statywach
na próbki
F–H
Jednostki SPU w statywach
na zestawy SPU
J–L
Odczynnik CS1 w statywie na kasety
A
Odczynniki CS2, CS3, CS4
w statywie na kasety
B–E
Probówki K w pełnych statywach
na probówki K
M–P
na końcówki K
M–P
próbki oraz kontrole w statywach
na próbki
F–H
na zestawy SPU
J–L
A
B–E
Po zakończeniu przetwarzania próbki:
Probówki K w statywach na próbki
(gotowe do przeniesienia ręcznego)
Jak powyżej
(F–H)
Probówki K w statywach
na próbki
F–H
na końcówki K
M–P
próbki oraz kontrole
w statywach na próbki
F–H
na zestawy SPU
J–L
A
B–E
Puste nośniki K z kodem kreskowym
w statywie na nośniki K
M–P
Po zakończeniu przetwarzania próbki:
Probówki K w nośniku K
w statywie na zasobniki
Jak powyżej
(M–P)
15
Doc Rev. 5.0
Część D.
Uwaga:
Tworzenie zleceń i ładowanie próbek
W przypadku używania aparatu cobas p 630 informacje na temat przygotowywania próbek można
znaleźć w podręczniku użytkownika aparatu cobas p 630.
D1. Przygotowanie statywów na próbki: Do każdej pozycji statywu na próbki, gdzie zostanie umieszczony materiał próbki
(probówka S-tube), przymocuj klips opatrzony etykietą z kodem kreskowym. Do każdej pozycji statywu na próbki,
gdzie zostanie umieszczony materiał kontroli (probówka S), przymocuj odpowiedni klips opatrzony etykietą z kodem
kreskowym dla danej kontroli [CMV (–) C, CMV L(+)C oraz CMV H(+)C]. Klipsy z kodami kreskowymi dla kontroli
powinny mieć takie same numery serii, jak numery serii fiolek kontroli w zestawie. Zwróć uwagę, aby odpowiednie
kontrole umieścić na pozycjach z odpowiednim klipsem z kodem kreskowym kontroli. Na każdej pozycji oznaczonej
klipsem z kodem kreskowym umieść jedną probówkę wejściową S.
D2. Utwórz zlecenia dla poszczególnych próbek i kontroli przy pomocy programu AMPLILINK w oknie Orders w zakładce
Sample. Wybierz odpowiedni plik definicji testu i zakończ procedurę poprzez zapisanie.
D3. W oknie Orders w zakładce Sample Rack przypisz zlecenia dla próbek i kontroli do pozycji statywów na próbki.
Należy wprowadzić numer statywu na próbki dla statywu przygotowanego w punkcie D1.
D4. Wydrukuj raport Sample Rack Order, który będzie służyć jako arkusz roboczy.
D5. Przygotuj statywy na próbki i kontrole w miejscu pracy wyznaczonym do dodawania próbek i kontroli, jak opisano
poniżej. Umieść każdą próbkę i kontrolę [CMV (–) C, CMV L(+)C i CMV H(+)C] na mieszadle wibracyjnym na
3–5 sekund. Unikaj zanieczyszczenia rękawic podczas manipulacji próbkami i kontrolami.
D6. Przenieś 500 µl każdej próbki i kontroli [CMV (–) C, CMV L(+)C oraz CMV H(+)C] do odpowiedniej, oznaczonej
kodem kreskowym probówki wejściowej S-tube za pomocą mikropipetora z barierą aerozolową lub końcówkami
dodatniego wypierania wolnych od DNazy. Unikaj przenoszenia cząstek stałych i/lub skrzepów fibrynowych
z oryginalnej próbki do probówki wejściowej S. Próbki i kontrole należy przenieść na pozycje probówek zgodnie
z przygotowanym i zapisanym w punkcie D4 arkuszem roboczym. Klipsy z kodami kreskowymi dla kontroli powinny
mieć takie same numery serii, jak numery serii fiolek kontroli w zestawie. Przypisz odpowiednie kontrole do
właściwych pozycji z odpowiednim klipsem z kodem kreskowym kontroli. Unikaj zanieczyszczenia górnej części
probówek S materiałem próbki lub kontroli.
D7. W przypadku przebiegów pracy 1 i 2 statywy na próbki wypełnione probówkami wejściowymi S umieść na pozycjach
F, G lub H w aparacie COBAS® AmpliPrep.
D8. W przypadku przebiegu pracy 3 z użyciem analizatora COBAS® TaqMan® 48 statywy na próbki z probówkami
wejściowymi S oraz probówkami K (po jednej dla każdej z probówek wejściowych S, umieszczonej w odpowiedniej
pozycji, sąsiadującej z probówkami wejściowymi S) umieść na pozycjach F, G lub H w aparacie COBAS® AmpliPrep.
Część E.
Rozpoczęcie przebiegu pracy aparatu COBAS® AmpliPrep
E1. Przy użyciu programu AMPLILINK uruchom aparat COBAS® AmpliPrep.
Część F.
Zakończenie przebiegu pracy aparatu COBAS® AmpliPrep i transfer do analizatora COBAS® TaqMan®
lub analizatora COBAS® TaqMan® 48 (dotyczy wyłącznie ustawienia przebiegu pracy 2 i 3)
F1. Sprawdź, czy nie pojawiły się oflagowania lub komunikaty o błędzie.
F2. Usuń z aparatu COBAS® AmpliPrep przetworzone próbki i kontrole znajdujące się w statywach na próbki
(w przypadku analizatora COBAS® TaqMan® bez stacji dokującej) lub w statywach na nośniki K (w przypadku
analizatora COBAS® TaqMan® 48), w zależności od ustawienia przebiegu pracy (szczegółowe informacje
przedstawiono w części G).
F3. Usuń odpady z aparatu COBAS® AmpliPrep.
Uwaga:
Przygotowanych próbek i kontroli nie należy wystawiać na działanie światła.
04898362049-05PL
16
Doc Rev. 5.0
Amplifikacja i detekcja
Konfiguracja analizatora COBAS® TaqMan® lub analizatora COBAS® TaqMan® 48
Przebieg pracy analizatora COBAS® TaqMan® lub analizatora COBAS® TaqMan® 48 należy rozpocząć w ciągu 120 minut
od zakończenia przygotowywania próbki i kontroli.
Uwaga:
Część G.
Próbek i kontroli po obróbce nie zamrażać ani nie przechowywać w temperaturze 2–8°C.
Ładowanie przetworzonych próbek
G1. W zależności od wybranej konfiguracji przebiegu pracy aparatu wykonaj odpowiednie czynności w celu przeniesienia
probówek K do analizatora COBAS® TaqMan® lub analizatora COBAS® TaqMan® 48.
Przebieg pracy 1:
Automatyczne przenoszenie nośnika K przez stację dokującą do analizatora COBAS® TaqMan®.
Interwencja ręczna jest niepotrzebna.
Przebieg pracy 2:
Ręczne przenoszenie probówek K w statywach na próbki do analizatora COBAS® TaqMan®.
Przebieg pracy 3:
Ręczny transfer nośnika K na statywie do nośników K do analizatora COBAS® TaqMan® 48.
Ręczne przenoszenie nośników K do analizatora COBAS® TaqMan® 48 przy użyciu transportera
nośników K.
Część H.
Rozpoczęcie przebiegu pracy analizatora COBAS® TaqMan® lub analizatora COBAS® TaqMan® 48
H1. Uruchom analizator COBAS® TaqMan® lub analizator COBAS® TaqMan® 48 przy użyciu jednej z poniższych opcji,
zależnie od wybranych konfiguracji przebiegu pracy.
Przebieg pracy 1:
Nie ma potrzeby przeprowadzania żadnych operacji.
Przebieg pracy 2:
Automatyczny start pracy analizatora COBAS® TaqMan® po załadowaniu statywów na próbki.
Przebieg pracy 3:
Jeśli w nośniku K jest mniej niż 6 probówek K, wypełnij nośnik pustymi probówkami K.
Wypełnianiem steruje oprogramowanie AMPLILINK. Otwórz pokrywę termocyklera, załaduj
nośnik K i zamknij pokrywę. Rozpocznij przebieg pracy analizatora COBAS® TaqMan® 48.
Część I.
Zakończenie przebiegu pracy analizatora COBAS® TaqMan® lub analizatora COBAS® TaqMan® 48
I1. Po zakończeniu cyklu pracy analizatora COBAS® TaqMan® lub analizatora COBAS® TaqMan® 48 wydrukuj raport
wyników. Sprawdź, czy w raporcie wyników nie pojawiły się oznaczenia lub komunikaty o błędzie. Próbki oflagowane
i opatrzone komentarzami należy interpretować zgodnie z opisem w części „Wyniki”. Po zatwierdzeniu dane ulegają
archiwizacji.
I2. Usuń zużyte probówki K z analizatora COBAS® TaqMan® lub analizatora COBAS® TaqMan® 48.
04898362049-05PL
17
Doc Rev. 5.0
WYNIKI
Analizatory COBAS® TaqMan® i COBAS® TaqMan® 48 automatycznie oznaczają stężenie DNA CMV w próbkach
i kontrolach. Stężenie DNA wirusa CMV jest wyrażane w kopiach (kp)/ml. Współczynnik przeliczania między liczbą
kopii DNA CMV w mililitrze (określonego na podstawie testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV)
i jednostką międzynarodową (IU)/ml wynosi 1,1 kp/IU [0,91 IU/kp] według pierwszego międzynarodowego
standardu WHO dla ludzkiego wirusa cytomegalii dla technologii opartych na amplifikacji kwasów nukleinowych
(NIBSC 09/162)40. Wspomniany współczynnik przeliczania pomiędzy „liczbą kopii” a „IU” może się różnić w innych testach
w kierunku DNA CMV.
Oprogramowanie AMPLILINK:

Określa wartość progową ilości cykli (Ct) dla DNA wirusa CMV oraz DNA standardu CMV QS.

Określa stężenie DNA wirusa CMV na podstawie wartości Ct dla DNA wirusa CMV i DNA standardu CMV QS
oraz swoistych dla danej serii współczynników kalibracji zapisanych w kodach kreskowych kasety.

Określa, czy obliczone i wyrażone w kp/ml wartości dla kontroli CMV L(+)C oraz CMV H(+)C mieszczą się
w określonych zakresach.
Walidacja serii testowej — program AMPLILINK w wersji serii 3.3
Sprawdź okno wyników programu AMPLILINK lub wydruk w poszukiwaniu oflagowań i komentarzy, aby się upewnić, że
dana seria badań jest ważna. W przypadku zleceń dla próbek kontroli przeprowadzana jest kontrola w celu określenia,
czy wartość podana w kopiach/ml mieści się w określonym przedziale. Jeśli wartość podana w kopiach/ml dla próbki
kontroli nie mieści się w odpowiednim zakresie, generowany jest ZNACZNIK sygnalizujący błąd kontroli.
Seria testowa jest uważana za ważną, jeśli żadna z kontroli [CMV (–) C, CMV L(+)C i CMV H(+)C] nie została opatrzona
znacznikiem błędu.
Seria testowa jest nieważna, jeżeli kontrole dla testu CMV zostały opatrzone którymkolwiek z poniższych oznaczeń:
Kontrola ujemna
Znacznik
Wynik
NC_INVALID
Invalid
Interpretacja
Wynik nieważny albo „ważny”, lecz nieujemny pod względem obecności
docelowego CMV.
Próba kontrolna CMV nisko dodatnia
Znacznik
Wynik
LPCINVALID
Invalid
Interpretacja
Wynik nieważny lub kontrola poza zakresem wartości.
Próba kontrolna CMV silnie dodatnia
Znacznik
Wynik
HPCINVALID
Invalid
Interpretacja
Wynik nieważny lub kontrola poza zakresem wartości.
Jeśli seria testowa jest nieważna, należy ją w całości powtórzyć, łącznie z przygotowaniem próbek i kontroli oraz
amplifikacją i detekcją.
Interpretacja wyników
Jeśli seria testowa jest ważna, należy sprawdzić poszczególne próbki na wydruku z wynikami w poszukiwaniu oflagowań
lub komentarzy. Wyniki należy zinterpretować następująco:

Ważna seria testowa może zawierać zarówno ważne, jak i nieważne próbki, zależnie od tego, czy poszczególne
próbki zostały opatrzone oznaczeniami i/lub komentarzami.
04898362049-05PL
18
Doc Rev. 5.0
Wyniki badania próbek interpretuje się w następujący sposób:
Wynik (miano)
Jednostki
międzynarodowe/ml
Kopie/ml
Target Not Detected
Interpretacja
Podać wynik jako „Nie wykryto DNA wirusa CMV”.
<1.50E+02 cp/mL
Obliczone wartości w kp/ml są poniżej dolnej granicy oznaczalności testu. Podać
wyniki jako „Wykryto DNA wirusa CMV, mniej niż 150 kp/ml DNA wirusa CMV”.
1.50E+02 cp/mL
i 1.00E+07 cp/mL
Obliczone wyniki o wartości 150 kp/ml DNA wirusa CMV lub wyższej albo
o wartości 1,00E+07 kp/ml DNA wirusa CMV lub niższej mieszczą się w zakresie
liniowym testu.
>1.00E+07 cp/mL
Obliczone wartości w kp/ml są powyżej zakresu testu. Podać wyniki jako
„Powyżej 1,00E+07 kp/ml DNA wirusa CMV”. Jeśli żądane są wyniki ilościowe,
oryginalną próbkę należy rozcieńczyć CMV-ujemnym ludzkim osoczem
z dodatkiem EDTA, a następnie powtórzyć test. Otrzymany wynik należy
pomnożyć przez współczynnik rozcieńczenia.
<1.37E+02 IU/mL
Obliczone wartości w IU/ml są poniżej dolnej granicy oznaczalności testu. Podać
wyniki jako „Wykryto DNA wirusa CMV, mniej niż 137 IU/ml DNA wirusa CMV”.
1.37E+02 IU/mL
i 9.10E+06 IU/mL
Obliczone wyniki o wartości 137 IU/ml DNA wirusa CMV lub wyższej albo
o wartości 9,10E+06 IU/ml DNA wirusa CMV lub niższej mieszczą się w zakresie
liniowym testu.
>9.10E+06 IU/mL
Obliczone wartości w IU/ml są powyżej zakresu testu. Podać wyniki jako
„Powyżej 9,10E+06 IU/ml DNA wirusa CMV”. Jeśli żądane są wyniki ilościowe,
oryginalną próbkę należy rozcieńczyć CMV-ujemnym ludzkim osoczem
z dodatkiem EDTA, a następnie powtórzyć test. Otrzymany wynik należy
pomnożyć przez współczynnik rozcieńczenia.
Uwaga:
Próbki z wynikami powyżej zakresu wartości testu, dające wynik nieważny, opatrzony oflagowaniem
„QS_INVALID”, nie powinny być opisywane jako > 9,10E+06 IU/ml ani > 1,00E+07 kp/ml. Oryginalną
próbkę należy rozcieńczyć CMV-ujemnym osoczem z dodatkiem EDTA, a następnie powtórzyć test.
Otrzymany wynik należy pomnożyć przez współczynnik rozcieńczenia.
Uwaga:
Wynik miana „Failed”. Interpretacja: próbka nie została właściwie przetworzona.
Uwaga:
Wynik miana „Invalid”. Interpretacja: wynik nieważny.
KONTROLA JAKOŚCI
W każdej serii testowej należy co najmniej raz powtórzyć oznaczenia kontroli: kontrola ujemna COBAS® TaqMan®,
kontrola CMV nisko dodatnia oraz kontrola CMV wysoko dodatnia. Seria testowa jest uważana za ważną, jeśli żadna
z kontroli [CMV (–) C, CMV L(+)C i CMV H(+)C] nie została opatrzona znacznikiem błędu.
Sprawdź, czy na wydruku przebiegu pracy znajdują się oznaczenia i komentarze, aby się upewnić, że seria jest ważna.
Kontrola ujemna
Kontrola CMV (–) C musi dawać wynik „Target Not Detected”. Jeśli kontrola CMV (–) C jest oznaczona jako nieważna, to
cała seria testowa jest także nieważna. Należy powtórzyć cały proces (przygotowanie próbek i kontroli, amplifikację
i detekcję). Jeśli wyniki kontroli CMV (–) C w powtarzanych seriach są stale nieważne, skontaktuj się z miejscowym
przedstawicielstwem firmy Roche w celu uzyskania pomocy technicznej.
Kontrole dodatnie
Akceptowalne zakresy wartości miana kontroli CMV L(+)C i CMV H(+)C są zapisane w kodach kreskowych kasety
odczynników testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV.
Stężenia DNA wirusa CMV w kp/ml dla kontroli CMV L(+)C i CMV H(+)C powinny mieścić się w akceptowalnych
przedziałach miana. Jeśli jedna lub obie kontrole dodatnie są oznaczone jako nieważne, to cała seria testowa jest także
nieważna. Należy powtórzyć cały proces (przygotowanie próbek i kontroli, amplifikację i detekcję). Jeżeli miano DNA
wirusa CMV dla jednej lub obu kontroli dodatnich stale mieści się poza akceptowalnym zakresem w powtórzonych
seriach, należy zwrócić się do regionalnego przedstawicielstwa firmy Roche w celu uzyskania pomocy technicznej.
04898362049-05PL
19
Doc Rev. 5.0
ŚRODKI OSTROŻNOŚCI DOTYCZĄCE PROCEDURY
Jak w przypadku każdej procedury testowej dla prawidłowego przeprowadzenia badania kluczowe znaczenie ma
zachowanie zasad dobrej praktyki laboratoryjnej.
OGRANICZENIA METODY
1. Ten test został zatwierdzony wyłącznie do badania ludzkiego osocza pobranego do środka na EDTA jako
antykoagulant. Badanie innych rodzajów próbek może dawać nieprawidłowe wyniki.
2. Uzyskanie wiarygodnych wyników zależy od właściwego pobrania próbki, transportu, przechowywania oraz procedur
przetwarzania.
3. Obecność enzymu AmpErase w odczynniku Master Mix testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV zmniejsza
ryzyko skażenia amplikonu. Jednak zanieczyszczenia materiałem pochodzącym z CMV-dodatnich kontroli i próbek
klinicznych można uniknąć jedynie dzięki stosowaniu zasad dobrej praktyki laboratoryjnej i uważnemu wykonywaniu
procedur opisanych w niniejszej ulotce dołączonej do opakowania zestawu.
4. Tego produktu powinny używać wyłącznie osoby wykwalifikowane w technikach PCR.
5. Produkt jest przeznaczony wyłącznie do użytku w aparacie COBAS® AmpliPrep oraz analizatorze COBAS® TaqMan®
lub analizatorze COBAS® TaqMan® 48.
6. Mutacje w obrębie wysoko konserwatywnych regionów genomu wirusa, z którymi wiążą się primery i/lub sonda
używane w teście COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV, chociaż występują rzadko, mogą spowodować
zaniżenie wyniku oznaczenia ilościowego wirusa lub jego niewykrycie.
7. Detekcja DNA CMV zależy od liczby cząsteczek wirusa obecnych w próbce, na którą wpływać mogą metody
pobierania próbek oraz czynniki związane z pacjentem (tj. wiek, obecność objawów i/lub faza zakażenia).
8. Z uwagi na różnice pomiędzy technologiami zaleca się, aby przed zmianą stosowanych metod użytkownik
przeprowadził w laboratorium badanie korelacji stosowanych metod w celu określenia ilościowych różnic
występujących pomiędzy nimi.
9. Wartości progowe decyzji klinicznej dla wartości wiremii wyrażonych w jednostkach międzynarodowych/ml (IU/ml) nie
zostały określone. Zaleca się, aby przy podejmowaniu decyzji klinicznych na podstawie wyników wyrażonych w IU/ml
lekarze stosowali odpowiedni współczynnik przeliczania z IU/ml na liczbę kopii/ml (kp/ml).
04898362049-05PL
20
Doc Rev. 5.0
SUBSTANCJE WPŁYWAJĄCE NA WYNIK TESTU
Wykazano, że podwyższone poziomy trójglicerydów (do 3300 mg/dl), bilirubiny sprzężonej (do 20 mg/dl), bilirubiny
niesprzężonej (do 20 mg/dl), hemoglobiny (do 200 mg/dl) i ludzkiego DNA (do 0,4 mg/dl) w próbkach, a także obecność
chorób autoimmunizacyjnych lub odpowiadających im markerów immunologicznych, takich jak np. toczeń rumieniowaty
układowy (SLE), reumatoidalne zapalenie stawów (RA) oraz obecność przeciwciał przeciwjądrowych (ANA) nie wpływają
na wyniki oznaczeń ilościowych DNA CMV ani nie zaburzają swoistości testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan®
CMV. Badanie zostało przeprowadzone zgodnie z wytycznymi CLSI Guideline EP7-A241, z użyciem jednego zestawu
odczynników testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV.
Wykazano, że przedstawione poniżej związki chemiczne przebadane w stężeniach 3-krotnie wyższych niż maksymalne
stężenie w osoczu (Cmax) nie wpływają na wyniki oznaczeń ilościowych DNA wirusa CMV ani nie zaburzają swoistości
testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV:
Antybiotyk
Lek immunosupresyjny
Azatiopryna
Sulfametoksazol
Cyklosporyna
Trimetoprim
Mykofenolan mofetylu
Cefotetan
Mykofenolan sodu
Piperacylina
Sirolimus
Tazobaktam sodu
Takrolimus
Klawulanian potasu
Ewerolimus
Tikarcylina disodowa
Prednizon
Wankomycyna
Leki przeciwko CMV
Leki przeciwgrzybicze
Gancyklowir
Flukonazol
Valgancyklowir
Cidofowir
Foskarnet
04898362049-05PL
21
Doc Rev. 5.0
OCENA SKUTECZNOŚCI W BADANIACH NIEKLINICZNYCH
A.
Zgodność z pierwszym międzynarodowym standardem WHO dla ludzkiego wirusa cytomegalii
W trakcie opracowywania tego testu zastosowano kilka standardów i kontroli w celu zapewnienia zgodności ze standardem
WHO [Pierwszy międzynarodowy standard WHO dla ludzkiego wirusa cytomegalii dla technologii opartych na amplifikacji
kwasów nukleinowych (NIBSC 09/162)]40. Standardy zastosowane podczas opracowywania tego testu obejmują standard
WHO dla wirusa CMV, drugorzędowy standard RMS dla wirusa CMV, materiał źródłowy drugorzędowego standardu RMS
dla wirusa CMV oraz panel kalibracyjny RMS dla wirusa CMV (Lambda CMA1.2). Standardy, panel kalibracyjny i niezależna
próbka kliniczna wirusa CMV były badane przy podobnych stężeniach. Zakres stężeń przebadanych według standardu
WHO dla wirusa CMV wyniósł od 5,00E+02 IU/ml do 5,00E+05 IU/ml (2,70–5,70 log10 IU/ml), materiał źródłowy
drugorzędowego standardu RMS dla wirusa CMV był badany w zakresie od 5,00E+02 IU/ml do 1,00E+07 IU/ml
(2,70–7,00 log10 IU/ml), panel kalibracyjny RMS dla wirusa CMV był badany w zakresie od 5,23E+02 do 9,30E+06 IU/ml
(2,72–6,97 log10 IU/ml), a niezależna próbka kliniczna wirusa CMV była badana w zakresie od 5,00E+02 IU/ml do
22 686 IU/ml (2,70–4,36 log10 IU/ml).
Wszystkie materiały zachowywały się podobnie i wykazywały współliniową skuteczność rozcieńczeń w liniowym zakresie
testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV (CAP/CTM CMV) (rysunek 6).
Rysunek 6
Zgodność testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV
z pierwszym międzynarodowym standardem WHO dla ludzkiego wirusa cytomegalii
Średnia wartość Ct wirusa docelowego
40
35
Standard WHO:
y = -3,9472x + 45,64; R2 = 0,9971
30
Próbka kliniczna:
y = -3,8549x + 45,386; R2 = 0,9979
25
Materiał źródłowy drugorzędowego
standardu dla wirusa CMV:
y = -3,9358x + 45,514; R2 = 0,9987
20
Panel kalibracyjny CAP/CTM CMV:
y = -3,8574x + 45,383; R2 = 0,9955
15
10
0
2
4
6
8
10
Log10 stężenia według standardu WHO (IU/ml)
Standard WHO dla wirusa CMV
Panel kalibracyjny CAP/CTM CMV
Próbka kliniczna nr N565967-3
Nierozcieńczony drugorzędowy
standard dla wirusa CMV
Materiał źródłowy drugorzędowego standardu AD169
04898362049-05PL
22
Doc Rev. 5.0
B.
Granica wykrywalności
Granica wykrywalności dla testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV została określona poprzez badanie próbki
zawierającej DNA CMV i drugorzędowy standard RMS CMV rozcieńczone w ludzkim osoczu ujemnym dla CMV
z dodatkiem EDTA. Przygotowano dla tych 2 materiałów źródłowych CMV 6 niezależnych serii rozcieńczeń w ludzkim
osoczu z dodatkiem EDTA ujemnym dla CMV, stanowiących 6 różnych jednostek od dawców. Seria rozcieńczeń próbek
klinicznych zawierających DNA wirusa CMV obejmowała 6 stężeń (43, 85, 127, 169, 255 i 339 IU/ml, czyli 47, 93, 140,
186, 280 i 373 kp/ml); seria rozcieńczeń drugorzędowego standardu RMS dla wirusa CMV obejmowała 6 stężeń (46, 91,
137, 182, 273 i 364 IU/ml, czyli 50, 100, 150, 200, 300 i 400 kp/ml). Dla danego stężenia przebadano co najmniej
208 powtórzeń po podliczeniu powtórzeń dla paneli próbek zawierających DNA wirusa CMV i drugorzędowy standard
RMS CMV. Granica wykrywalności została określona dla 3 zestawów odczynników i wszystkich 3 przebiegów pracy
(COBAS® AmpliPrep podłączony do COBAS® TaqMan®, COBAS® AmpliPrep w połączeniu z COBAS® TaqMan®
i COBAS® AmpliPrep w połączeniu z COBAS® TaqMan® 48). Badanie zostało przeprowadzone zgodnie z wytycznymi
CLSI Guideline EP17-A Protocols for Determination of Limits of Detection and Limits of Quantitation; Approved
Guideline42.
Stężenie DNA wirusa CMV, jakie można oznaczyć ze wskaźnikiem dodatniości powyżej 95% określonym na podstawie
analizy PROBIT, wynosi 56 IU/ml (95% przedział ufności: 50–66 IU/ml) lub 61 kp/ml (95% przedział ufności: 55–72 kp/ml).
Łączne wyniki dla wszystkich 3 serii odczynników przedstawiono w tabeli 2.
Tabela 2
Granica wykrywalności i analiza PROBIT testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV
z zastosowaniem próbki i standardu drugorzędowego RMS CMV
Nominalne stężenie wejściowe
Nominalne stężenie wejściowe
(DNA wirusa CMV IU/ml)
(DNA wirusa CMV kp/ml)
Liczba
powtórzeń
Liczba
wyników
dodatnich
Odsetek
wyników
dodatnich
Standard
drugorzędowy
RMS CMV
Próbka
kliniczna
Standard
drugorzędowy
RMS CMV
Próbka
kliniczna
364
339
400
373
208
208
100%
273
255
300
280
210
210
100%
182
169
200
186
209
209
100%
137
127
150
140
210
210
100%
91
85
100
93
210
209
99,50%
46
43
50
47
210
188
89,50%
0
0
0
0
210
0
0%
56 IU/ml
(95% przedział ufności: 50–66 IU/ml)
PROBIT 95% odsetek trafień
04898362049-05PL
61 kp/ml
(95% przedział ufności: 55–72 kp/ml)
23
Doc Rev. 5.0
C.
Precyzja
Dokładność testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV określono na podstawie analizy panelu składającego się
z 8 elementów. Panel został przygotowany z próbek zawierających DNA wirusa CMV w dolnej granicy zakresu
dynamicznego, a w środkowej części i górnej granicy zakresu dynamicznego, ze względu na niedostępność materiału
o bardzo wysokim mianie, z rozcieńczeń hodowli CMV (szczep AD169). Materiał z obu źródeł rozcieńczono w osoczu
ujemnym dla CMV z dodatkiem EDTA. Składający się z 8 elementów panel obejmował zakres od 2,00E+02 kp/ml DNA
wirusa CMV do 1,00E+07 kp/ml DNA wirusa CMV.
Każdy element panelu był badany w 2 powtórzeniach na przebieg, przeprowadzano 2 przebiegi dziennie przez
przynajmniej 12 dni i dla każdego z 2 przebiegów pracy (COBAS® AmpliPrep z COBAS® TaqMan® i COBAS® AmpliPrep
z COBAS® TaqMan® 48), uzyskując ogółem 96 powtórzeń na element panelu z równą liczbą powtórzeń w 3 seriach
zestawów i 4 systemach COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® wykonanych przez przynajmniej 2 operatorów. Każda
próbka przechodziła przez całą procedurę testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV obejmującą przygotowanie
próbki, amplifikację i detekcję. Dlatego podana dokładność odzwierciedla wszystkie aspekty procedury badawczej. Wyniki
dla każdego z zestawów odczynników oraz łączne wyniki dla 3 zestawów przedstawiono w tabeli 3.
Tabela 3
Dokładność testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV
Seria nr 2
Seria nr 1
Miano
(kp/ml)
Liczba
Całkowite
SD jako
log10
Seria nr 3
Wszystkie trzy serie połączone
Liczba
Całkowite
SD jako
log10
Liczba
Całkowite
SD jako
log10
Liczba
Całkowite
SD jako
log10
Całkowity %
współczynnik
wariancji (CV)
Hodowla CMV (szczep AD169)
1,00E+07
32
0,10
32
0,08
32
0,12
96
0,12
28%
1,00E+06
32
0,10
32
0,05
32
0,07
96
0,09
20%
1,00E+05
32
0,10
32
0,08
32
0,10
96
0,10
24%
2,00E+04
32
0,14
32
0,15
32
0,08
96
0,13
30%
5,00E+02
32
0,22
32
0,23
32
0,26
96
0,24
59%
1,00E+03
32
0,11
32
0,12
32
0,10
96
0,12
29%
3,20E+02
32
0,17
32
0,16
32
0,13
96
0,16
39%
2,00E+02
32
0,21
32
0,20
32
0,20
96
0,21
53%
Próbka
04898362049-05PL
24
Doc Rev. 5.0
D.
Zakres liniowości
Zakres liniowości testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV określono na podstawie analizy panelu składającego
się z 10 elementów. Panel został przygotowany z próbek klinicznych zawierających DNA CMV w dolnej granicy zakresu
dynamicznego, a w środkowej części i górnej granicy zakresu dynamicznego, ze względu na niedostępność materiału
klinicznego o bardzo wysokim mianie, z rozcieńczeń hodowli CMV (szczep AD169). Materiał z obu źródeł rozcieńczono
w osoczu ujemnym dla CMV z dodatkiem EDTA. Składający się z 10 elementów panel obejmował zakres od
4,55E+01 IU/ml DNA wirusa CMV do 1,82E+07 IU/ml DNA wirusa CMV (od 5,0E+01 kp/ml DNA wirusa CMV do
2,0E+07 kp/ml DNA wirusa CMV).
Każdy element panelu był badany w 2 powtórzeniach na przebieg, przeprowadzano 2 przebiegi dziennie przez
przynajmniej 12 dni i dla każdego z 2 przebiegów pracy (COBAS® AmpliPrep z COBAS® TaqMan® i COBAS® AmpliPrep
z COBAS® TaqMan® 48), uzyskując ogółem 96 powtórzeń na element panelu z równą liczbą powtórzeń w 3 seriach
zestawów i 4 systemach COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® wykonanych przez przynajmniej 2 operatorów. Każda
próbka przechodziła przez całą procedurę testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV obejmującą przygotowanie
próbki, amplifikację i detekcję. Jak pokazano na rysunku 7, zgodnie z CLSI EP6-A test COBAS® AmpliPrep/COBAS®
TaqMan® CMV wykazał liniowość w zakresie od 4,55E+01 IU/ml DNA wirusa CMV do 1,82E+07 IU/ml DNA wirusa CMV
(od 5,0E+01 kp/ml DNA wirusa CMV do 2,0E+07 kp/ml DNA wirusa CMV). Uwzględniając dolną granicę oznaczalności,
wynoszącą 1,37E+02 IU/ml DNA wirusa CMV (1,5E+02 kp/ml DNA wirusa CMV), zakres liniowości wynosi od
1,37E+02 IU/ml DNA wirusa CMV do 9,10E+06 IU/ml DNA wirusa CMV (od 1,5E+02 kp/ml DNA wirusa CMV do
1,0E+07 kp/ml DNA wirusa CMV).
Wyniki testu COBAS ® AmpliPrep/
COBAS® TaqMan ® CMV
Średni log 10 (IU/ml DNA wirusa CMV)
Rysunek 7
Liniowość testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV
8
7
6
5
4
3
2
y = 1,0574x - 0,3892
R2 = 0,9987
Error Bars = 1 Standard Deviation
1
0
0
1
2
3
4
5
6
7
8
Stężenie nom inalne
Log10 (IU/m l DNA w irusa CMV)
Uwaga:
Puste i wypełnione punkty oznaczają odpowiednio średnie wartości log10 miana dla rozcieńczeń próbek
klinicznych i hodowli szczepu AD169 CMV.
04898362049-05PL
25
Doc Rev. 5.0
E.
Skuteczność przeprowadzania testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV na próbkach
niezawierających IgG przeciwko CMV
Działanie testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV określono przy użyciu 2 serii odczynników na podstawie
analizy próbek osocza ujemnego dla IgG przeciwko CMV z dodatkiem EDTA pobranych od biorców przeszczepu nerki,
gdzie dawca (+)/biorca (–) w badaniach serologicznych przed przeprowadzeniem przeszczepu. Stosując test COBAS®
AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV, uzyskano ujemne wyniki dla DNA wirusa CMV dla stu pięćdziesięciu jeden (151)
spośród 157 próbek osocza z dodatkiem EDTA pobranych od 156 pacjentów. Przeprowadzono dalsze badania dotyczące
uzyskanych w teście 6 dodatnich wyników DNA wirusa CMV. Pobierano od tego samego pacjenta kolejne próbki na
przestrzeni czasu i stwierdzono wcześniejsze lub niedawne zakażenie CMV. Ponadto niezależny test PCR na CMV
potwierdził obecność DNA wirusa CMV w 5 spośród 6 niezgodnych wyników. W wyniku badań rozstrzygających
151 spośród 152 próbek niezawierających IgG przeciwko CMV w testach serologicznych, dało ujemne wyniki na DNA
wirusa CMV ze swoistością 99,3% (95% przedział ufności: 96,4–100,0%).
F.
Swoistość analityczna
Swoistość analityczną testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV T zbadano przez dodanie hodowanych
mikroorganizmów (wirusów, bakterii, grzybów) w stężeniu wejściowym 1,0E+06 cząstek/ml do CMV-ujemnego osocza
z dodatkiem EDTA i do CMV-dodatniego osocza (7,5E+02 kp/ml CMV) z dodatkiem EDTA (patrz tabela 4).
Żaden z badanych mikroorganizmów nie wykazał występowania reakcji krzyżowej z testem COBAS® AmpliPrep/COBAS®
TaqMan® CMV. Próbki zawierające CMV dały wyniki miana w granicach ± 0,3 log10 z kontroli dodatniej CMV.
Tabela 4
Próbki użyte do oceny swoistości analitycznej
Ludzkie herpeswirusy
Inne wirusy
Wirus opryszczki pospolitej typu 1
Poliomawirus BK
Wirus opryszczki pospolitej typu 2
Poliomawirus JC
Wirus ospy wietrznej
Wirus zapalenia wątroby typu A
Wirus Epsteina–Barr
Wirus zapalenia wątroby typu B
Ludzki herpeswirus 6
Wirus zapalenia wątroby typu C
HIV typu 1
Adenowirus 5
Parwowirus B19
Bakterie
Grzyby
Mycoplasma pneumoniae
Aspergillus niger
Propionibacterium acnes
Candida albicans
Salmonella typhimurium
Cryptococcus
Staphylococcus aureus
Streptococcus pneumoniae
G.
Porównanie metod testów COBAS® AMPLICOR CMV MONITOR i LightCycler® CMV Quant
Skuteczność testów COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV i COBAS® AMPLICOR CMV MONITOR porównano,
analizując 111 nierozcieńczonych próbek klinicznych CMV-dodatnich. Do analizy regresji Deminga brano pod uwagę
jedynie ważne pary mian, mieszczące się w zakresach liniowości obu porównywanych testów (patrz rysunek 8).
Porównano też skuteczność testu COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV z testem LightCycler® CMV Quant
z wykorzystaniem systemu LightCycler® 480, analizując 90 nierozcieńczonych próbek klinicznych CMV-dodatnich. Do
analizy regresji Deminga brano pod uwagę jedynie ważne pary mian, mieszczące się w zakresach liniowości obu
porównywanych testów (patrz rysunek 9).
04898362049-05PL
26
Doc Rev. 5.0
Rysunek 8
Korelacja wyników testów COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV
i COBAS® AMPLICOR CMV MONITOR
6,0
(kp/ml DNA wirusa CMV)
Test CAP/CTM CMV, log10 miana
5,0
4,0
3,0
2,0
Y = 1,193 X - 0,848
R2= 0,9218
N = 111
1,0
0,0
0,0
1,0
2,0
®
3,0
4,0
5,0
6,0
Test COBAS AMPLICOR CMV MONITOR, log10 miana
Rysunek 9
Korelacja wyników testów COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV
i LightCycler® CMV Quant
7,0
Test CAP/CTM CMV, log10 miana
6,0
5,0
4,0
3,0
2,0
Y = 0,904 X - 0,072
R2 = 0,8446
N = 90
1,0
0,0
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
7,0
®
Test LightCycler CMV Quant, log10 miana (kp/ml DNA wirusa CMV)
04898362049-05PL
27
Doc Rev. 5.0
PIŚMIENNICTWO
1. Griffiths PD. 2000. Cytomegalovirus. In Principles and Practice of Clinical Virology. eds. Zuckerman, A.J., Banatvala,
J.E. and Pattison, J.R. John Wiley and Sons, London. 79-116.
2. Pass R.F. 2001. Cytomegalovirus. In: Fields Virology. eds. Knipe, D., Howley, P. Lippincott, Williams and Wilkins,
Philadelphia. 2675-2706.
3. Kapranos N., Petrakou E, Anastasiadou C, Kotronias D. 2003. Detection of herpes simplex virus, cytomegalovirus,
and Epstein-Barr virus in the semen of men attending an infertility clinic. Fertility and Sterility 79:48-52.
4. Forbes BA. 1989. Acquisition of cytomegalovirus infection: an update. Clinical Microbiological Reviews 2:204-216.
5. Numazaki, K. 1997. Human cytomegalovirus infection of breast milk. FEMS Immunology and Medical Microbiology,
18:2:91-98.
6. Vochem M, Hamprecht K, Jahn G, Speer CP. 1998. Transmission of cytomegalovirus to preterm infants through
breast milk. Pediatric Infectious Disease Journal. 17:55-53.
7. Souza IE, Nicholson D, Matthey S, et al. 1994. Detection of human cytomegalovirus in peripheral blood leukocytes by
polymerase chain reaction and a nonradioactive probe. Diagnostic Microbiology Infectious Disease 20:13-19.
8. Alford CA, Brill WJ. 1990. Cytomegalovirus. In: Virology, Vol. 2, 2nd ed., eds. Fields, B.N. Knipe, D.M. Raven Press,
New York, NY. 1981-2010.
9. Yasuda A, Kimura H, Hayakawa M, Ohshiro M, et al. 2003. Evaluation of cytomegalovirus infections transmitted via
breast milk in preterm infants with a real-time polymerase chain reaction assay. Pediatrics. 111:1333-6.
10. Jordan MC. 1983. Latent infection and the elusive cytomegalovirus. Reviews in Infectious Diseases 5:205-215.
11. Drew WL. 1989. Other virus infections in AIDS: I: Cytomegalovirus. Immunology and Serology 44:507-534.
12. Drew WL. 1992. Nonpulmonary manifestations of Cytomegalovirus infection in immunocompromised patients. Clinical
Microbiology Review 5:204-210.
13. Mocarski ES, Courcelle CT. 2001. Cytomegaloviruses and their replication. In: Fields Virology. eds. Knipe D and
Howley P. Lippincott, Williams and Wilkins, Philadelphia. 2629-2674.
14. Fedorko DP,Yan SS. 2002. Recent advances in laboratory diagnosis of human Cytomegalovirus infection. Clinical
and Immunological Reviews 2:155-167.
15. Schafer P, Tenschert W, Gutensohn K, Laufs R. Minimal effect of delayed sample processing on results of
quantitative PCR for cytomegalovirus DNA in leukocytes compared to results of an antigenemia assay. Journal of
Clinical Microbiology 1997 35: 741-744.
16. Bowen EF, Sabin CA, Wilson P, et al. 1997. Cytomegalovirus (CMV) viraemia detected by polymerase chain reaction
identifies a group of HIV-positive patients at high risk of CMV disease. AIDS 11:889-893.
17. Gor D, Sabin C, Prentice HG, et al. 1998. Longitudinal fluctuations in cytomegalovirus load in bone marrow transplant
patients: relationship between peak virus load, donor/recipient serostatus, acute GVHD and CMV disease. Bone
Marrow Transplantation 21:597-605.
18. Hassan-Walker AF, Kidd IM, Sabin C, et al. 1999. Quantity of human cytomegalovirus (CMV) DNAemia as a risk
factor for CMV disease in renal allograft recipients: Relationship with donor/recipient CMV serostatus, receipt of
augmented methylprednisolone and antithymocyte globulin (ATG). Journal of Medical Virology 58:182-187.
19. Sanchez JL, Kruger RM, Paranjothi S, et al. 2001. Relationship of cytomegalovirus viral load in blood to pneumonitis
in lung transplant recipients. Transplantation 2001 72:733-735.
20. Humar A, Mazzulli T, Moussa G, Razonable RR, Paya CV, Pescovitz MD, Covington E, Alecock E; Valganciclovir
Solid Organ Transplant Study Group. Clinical utility of cytomegalovirus (CMV) serology testing in high-risk CMV D+/Rtransplant recipients. Am J Transplant. 2005 May; 5(5):1065-701
21. Griffiths P, Whitley R, Snydman DR, Singh N, Boeckh M; International Herpes Management Forum. Contemporary
management of cytomegalovirus infection in transplant recipients: guidelines from an IHMF workshop, 2007. Herpes.
2008 Oct; 15(1):4-12.
22. Kotton CN, Kumar D, Caliendo AM, Asberg A, Chou S, Snydman DR, Allen U, Humar A; Transplantation Society
International CMV Consensus Group. International consensus guidelines on the management of cytomegalovirus in
solid organ transplantation. Transplantation. 2010 Apr 15; 89(7):779-95.
04898362049-05PL
28
Doc Rev. 5.0
23. Marenzi, R., Cinque, P., Ceresa, D., et. al. 1996. Serum polymerase chain reaction for cytomegalovirus DNA for
monitoring ganciclovir treatment in AIDS patients. Scandanavian Journal of Infectious Disease 28:347-351.
24. Rasmussen, L., Zipeto, D., Wolitz, R.A., et al. 1997. Risk for retinitis in patients with AIDS can be assessed by
quantitation of threshold levels of cytomegalovirus DNAburden in blood. Journal of Infectious Disease 176:1146-1155.
25. Shinkai M, Bozzette SA, Powderly W, et al. 1997. Utility of urine and leucocyte cultures and plasma DNA polymerase
chain reaction for identification of AIDS patients at risk for developing human cytomegalovirus disease. Journal of
Infectious Disease 175:3029308.
26. Spector SA, Wong R, Hsia K, et al. 1998. Plasma cytomegalovirus (CMV) DNA load predicts CMV disease and
survival in AIDS patients. Journal of Clinical Investigation 101:497-502.
27. Cope AV, Sweny P, Sabin C, et al. 1997. Quantity of cytomegalovirus viruria is a major risk factor for cytomegalovirus
disease after renal transplantation. Journal of Medical Virology 52:200-205.
28. Gor D, Sabin C, Prentice HG, et al. 1998. Longitudinal fluctuations in cytomegalovirus load in bone marrow transplant
patients: relationship between peak virus load, donor/recipient serostatus, acute GVHD and CMV disease. Bone
Marrow Transplantation 21:579-605.
29. Einsele, H., Ehninger, G., Steidle, M., et al. 1991. Polymerase chain reaction to evaluate antiviral therapy for
cytomegalovirus disease. Lancet 338:1170-1172.
30. Bowen EF, Wilson P, Cope A. et al. 1996. Cytomegalovirus retinitis in AIDS patients: influence of cytomegaloviral load
on response to ganciclovir, time to recurrence and survival. AIDS 10:1515-1520.
31. Lanari M, Lazzarotto T, Venturi V, Papa I, Gabrielli L, Guerra B, Landini MP, Faldella G. Neonatal cytomegalovirus
blood load and risk of sequelae in symptomatic and asymptomatic congenitally infected newborns. Pediatrics. 2006
Jan; 117(1):e76-83.
32. Eid AJ, Arthurs SK, Deziel PJ, Wilhelm MP, Razonable RR. Emergence of drug-resistant cytomegalovirus in the era
of valganciclovir prophylaxis: therapeutic implications and outcomes. Clin Transplant. 2008 Mar-Apr; 22(2):162-170.
33. Ljungman P, de la Camara R, Cordonnier C, Einsele H, Engelhard D, Reusser P, Styczynski J, Ward K; European
Conference on Infections in Leukemia. Management of CMV, HHV-6, HHV-7 and Kaposi-sarcoma herpesvirus (HHV8) infections in patients with hematological malignancies and after SCT. Bone Marrow Transplant. 2008 Aug;
42(4):227-240.
34. Smith ES, Li AK, Wang AM, Gelfand DH, Myers TM. 2003. Amplification of RNA: High-Temperature Reverse
Transcription and DNA Amplification with a Magnesium-Activated Thermostable DNA Polymerase. In PCR Primer: A
Laboratory Manual, 2nd Edition, Dieffenbach C.W. and Dveksler G.S., Eds. Cold Spring Harbor Laboratory Press,
Cold Spring Harbor, New York, pp. 211-219.
35. Longo MC, Berninger MS, Hartley JL. 1990. Use of uracil DNA glycosylase to control carry-over contamination in
polymerase chain reactions. Gene 93:125-128.
36. Higuchi R, Dollinger G, Walsh PS, Griffith R. 1992. Simultaneous amplification and detection of specific DNA
sequences. Biotechnology (N Y). 10:413-417.
37. Heid CA, Stevens J, Livak JK, Williams PM. 1996. Real time quantitative PCR. Genome Research 6:986-994.
38. Richmond JY, McKinney RW. eds. 1999. Biosafety in Microbiological and Biomedical Laboratories. HHS Publication
Number (CDC) 93-8395.
39. Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI). Protection of Laboratory Workers from Occupationally Acquired
Infections. Approved Guideline-Third Edition. CLSI Document M29-A3 Wayne, PA:CLSI, 2005.
40. International Air Transport Association. Dangerous Goods Regulations, 41st Edition. 2000. 704 pp.
41. Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI). Interference Testing in Chemisty; Approved Guideline—Second
Edition. CLSI Document EP7-A2. CSLI, 940 West Valley Road, Suite 1400, Wayne, Pennsylvannia 19087-1898 USA,
2004.
42. Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI). Protocols for Determination of Limits of Detection and Limits of
Quantitation; Approved Guideline. CLSI Document EP17-A [ISBN 1-56238-551-8]. CLSI, 940 West Valley Road,
Suite 1400, Wayne, Pennsylvannia 19087-1898 USA, 2004.
04898362049-05PL
29
Doc Rev. 5.0
Informacje dotyczące wersji dokumentu
Doc Rev. 5.0
10/2013
Zmiana numeru telefonu pomocy technicznej z 1-800-428-2336 na 1-800-526-1247.
Z informacji o prawach autorskich usunięto tekst „Wszystkie prawa zastrzeżone”.
W razie jakichkolwiek pytań prosimy o kontakt z lokalnym przedstawicielem technicznym
firmy Roche.
Roche Molecular Systems, Inc.
1080 US Highway 202 South
Branchburg, NJ 08876 USA
Distributed by
Roche Diagnostics (Schweiz) AG
Industriestrasse 7
6343 Rotkreuz, Switzerland
Roche Diagnostics
2, Avenue du Vercors
38240 Meylan, France
Roche Diagnostics GmbH
Sandhofer Straße 116
68305 Mannheim, Germany
Distributore in Italia:
Roche Diagnostics S.p.A.
Viale G. B. Stucchi 110
20052 Monza, Milano, Italy
Roche Diagnostics, SL
Avda. Generalitat, 171-173
E-08174 Sant Cugat del Vallès
Barcelona, Spain
Distribuidor em Portugal:
Roche Sistemas de Diagnósticos Lda.
Estrada Nacional, 249-1
2720-413 Amadora, Portugal
Roche Diagnostics
201, boulevard Armand-Frappier
H7V 4A2 Laval, Québec, Canada
(For Technical Assistance call:
Pour toute assistance technique,
appeler le: 1-877 273-3433)
Roche Diagnostica Brasil Ltda.
Av. Engenheiro Billings, 1729
Jaguaré, Building 10
05321-010 São Paulo, SP Brazil
AMPERASE, AMPLICOR, AMPLILINK, COBAS, COBAS P, AMPLIPREP oraz TAQMAN są znakami towarowymi firmy
Roche.
Inne nazwy produktów i znaki towarowe są własnością odpowiednich podmiotów.
Barwniki cyjaninowe zawarte w produkcie są objęte prawami patentowymi firmy GE Healthcare Bio-Sciences Corp. oraz
Carnegie Mellon University i udostępniane są firmie Roche na zasadzie licencji w celu ich włączenia do składników
zestawów badawczych oraz zestawów do diagnostyki in vitro. Wszelkie wykorzystanie takich zestawów do celów innych
niż badawcze lub związane z diagnostyką in vitro wymaga uzyskania podlicencji od firmy GE Healthcare Bio-Sciences
Corp., Piscataway, New Jersey, USA, oraz Carnegie Mellon University, Pittsburgh, Pensylwania, USA.
 2013 Roche Molecular Systems, Inc.
10/2013
Doc Rev. 5.0
04898362049-05PL
(04898362001-05ENGL)
04898362049-05
30
Doc Rev. 5.0
Na etykietach produktów diagnostycznych Roche PCR stosuje się obecnie następujące
oznaczenia.
Oprogramowanie pomocnicze
Wyrób do diagnostyki in vitro
Autoryzowany Przedstawiciel we
Wspólnocie Europejskiej
Dolna granica przypisanego zakresu
Arkusz kodów kreskowych
Producent
Kod partii
Przechowywać z dala od światła
Zagrożenie biologiczne
Zawartość wystarczająca na <n> testów
Numer katalogowy
Przestrzegać zakresu temperatury
SW
Sprawdź w instrukcji obsługi
Plik definicji testów
TDF
Zawartość zestawu
Górna granica przypisanego zakresu
Dystrybucja przez
Użyć przed
Wyłącznie do oceny działania
w badaniach IVD
Ten produkt spełnia wymogi dyrektywy Wspólnoty Europejskiej 98/79/WE
dotyczącej diagnostycznych urządzeń medycznych do stosowania in vitro.
Linia pomocy technicznej dla klientów w Stanach Zjednoczonych 1-800-526-1247
04898362049-05PL
31
Doc Rev. 5.0

COBAS® AmpliPrep/COBAS® TaqMan® CMV Test

Transkrypt

Podobne dokumenty

CMV ZAGROŻENIE DLA NOWORODKA PRZEDWCZEŚNIE URODZONEGO WIRUSY

ISE Deproteinizer

HE4 i CA 125 - porównanie metod oznaczeń

Opinia Prezesa Agencji Oceny Technologii Medycznych nr 165

Zakażenie wirusem Herpes może powodować degenerację dysku

Informacja o odczynnikach Analizatory, w których mogą być

Stanowisko Rady Konsultacyjnej nr 62/2011 z dnia 18 lipca 2011 r

Męska antykoncepcja w pigułce,Nowy marker wczesnego stadium

Wytyczne dotyczące rejestracji czynnika ryzyka określanego jako