Zapisz jako PDF

Spis treści
1 Definicja
2 Podstawy fizyczne
3 Czynniki wpływające na przebieg elektroforezy
4 Etapy planowania i wykonania elektroforezy
5 Wybór nośnika elektroforetycznego
5.1 Główne rodzaje nośników elektroforetycznych
6 Rodzaje komór elektroforetycznych
6.1 Elektroforeza kapilarna HPCE (ang. high performance capillary electrophoresis)
6.2 Elektroforeza pionowa
6.3 Elektroforeza pozioma
7 Barwienie próbek
7.1 Barwienie fluoroforami
7.2 Znakowanie radioizotopowe
7.3 Immunobarwienie
7.4 Barwienie enzymatyczne
8 Dokumentacja rezultatów rozdziałów elektroforetycznych
9 Analiza ilościowa i jakościowa żeli elektroforetycznych
10 Ogólne reguły przygotowania próbek do elektroforezy
11 Rodzaje elektroforezy
11.1 Elektroforeza kapilarna
11.1.1 Korzyści
11.2 Elektroforeza natywna
11.2.1 Przygotowanie próbki do badań
11.3 Elektroforeza denaturująca
11.3.1 Ograniczenie SDS-PAGE
11.3.2 Elektroforeza w obecności SDS — przygotowanie próbki do badań
11.3.3 Korzyści z wykorzystania SDS
11.4 Ogniskowanie izoelektryczne, IEF (isoelectric focusing)
11.4.1 Przygotowanie próbki
11.5 Dwuwymiarowa SDS-PAGE
11.6 Immunoelektroforeza
11.6.1 Immunodetekcja, blotting
11.6.1.1 Western blotting (białka)
11.6.1.2 Southern blotting (DNA)
11.6.1.3 Northern blotting (RNA)
11.7 Immunoelektroforeza dyfuzyjna
Definicja
Elektroforeza jest to ruch naładowanych elektrycznie cząstek rozpuszczonych bądź zawieszonych w
roztworze elektrolitu w polu elektrycznym pod wpływem przyłożonego napięcia.
Podstawy fizyczne
W polu elektrycznym E cząsteczka o ładunku q porusza się z prędkością v:
gdzie: f — współczynnik tarcia (zależny od właściwości cząsteczki, wielkości, masy, kształtu).
Definiujemy ruchliwość niezależną od warunków eksperymentu jako:
Ponieważ f zależy od masy to ruchliwość μ zależy od stosunku ładunek/masa.
Jest to opis idealny, w rzeczywistości molekuła może oddziaływać z medium.
W środowisku wodnym, w polu elektrycznym poruszają się jony posiadające otoczkę hydratacyjną.
Mamy do czynienia z uporządkowanym układem dipoli wodnych. Uporządkowanie to wpływa na
możliwość ruchu jonów, a właściwości otoczki hydratacyjnej zależą od rozmiaru jonu,
zgromadzonego na nim ładunku elektrycznego, oraz od siły jonowej i pH elektrolitu.
Czynniki wpływające na przebieg elektroforezy
1. Siła jonowa jest zdefiniowana następująco:
gdzie: — stężenie molowe określonego typu jonów,
— wartościowość określonego typu
jonów.
Wraz ze wzrostem siły jonowej początkowo obserwuje się wzrost przewodności jonowej
elektrolitu związany ze wzrostem liczby nośników ładunku elektrycznego. Następnie dochodzi
do zagęszczenia jonów i decydującą rolę w ruchu w polu elektrycznym odgrywa tarcie
występujące pomiędzy otoczkami.
Ważny jest odpowiedni skład elektrolitów przeznaczonych do elektroforezy. Przy zbyt wysokim
stężeniu jonów następuje ograniczenie ich ruchliwości, przy zbyt niskim można zaobserwować
niedobór nośników ładunku elektrycznego i związany z tym wzrost oporności elektrycznej.
2. Temperatura — utrzymywanie stałej temperatury jest konieczne dla osiągnięcia powtarzalnych
rezultatów separacji elektroforetycznej makromolekuł, ponieważ:
a. Wydzielane podczas polimeryzacji akrylamidu ciepło może przyczynić się do
powstawania prądów konwekcyjnych i powodować nieregularności w sieciowaniu i
porowatości nośnika.
b. Nadmiar ciepła uwalnianego podczas elektroforezy może powodować nierównomierne
przemieszczanie się frontu elektroforezy.
c. Gradient temperatury w nośniku może powodować, że niektóre prążki będą migrować
jako dublety, lub będą poszerzone,
d. Nadmiar ciepła prowadzi do denaturacji białek.
e. Przy zastosowaniu zbyt dużych mocy, można zaobserwować topnienie żeli agarozowych,
pękanie szklanych płyt czy uszkodzenia aparatu poprzez termiczne odkształcenia jego
plastikowych elementów.
3. pH — miara stężenia jonów wodorowych .
a. Duże znaczenie w przypadku białek i peptydów obdarzonych ładunkiem elektrycznym
zależnym od warunków środowiskowych (pH).
b. W wyniku zachodzących modyfikacji posttranslacyjnych cząsteczki białka kodowane
przez ten sam gen mogą mieć różną wartością punktu izoelektrycznego, pI. Odmienną
wartość pI mogą posiadać też izoformy białka będące produktem polimorficznego genu.
c. W środowisku o pH < pI białko obdarzone jest ładunkiem dodatnim i migruje w kierunku
elektrody ujemnej.
d. Aby elektroforetyczna separacja białek była skuteczna koniecznym jest utrzymywanie
stałej wartości pH elektrolitu - elektrolit musi być buforowany.
e. Kwasy nukleinowe posiadają trwały ładunek ujemny- ich separacja elektroforetyczna jest
prostsza
Etapy planowania i wykonania elektroforezy
Dobrze zaplanowaną elektroforezę możemy podzielić na następujące etapy:
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
10.
Wybór obiektu badań.
Wybór metody.
Wybór nośnika elektroforetycznego i aparatury.
Przygotowanie układu elektroforetycznego.
Przygotowanie próbki (np. barwienie, denaturacja, w zależności od wybranej metody).
Elektroforeza.
Wybarwienie nośnika.
Dokumentacja.
Analiza ilościowa i/lub jakościowa.
Interpretacja wyników.
Wybór nośnika elektroforetycznego
Elektroforezę można przeprowadzać w roztworach, ale charakteryzuje się ona niską rozdzielczością.
Znacznie więcej zastosowań znajduje elektroforeza przeprowadzana w żelach, ze względu na
stabilność, powtarzalność, większą rozdzielczość.
Istotny jest wybór dobrego podłoża. Nie może ono reagować z białkiem (rozdział ze względu na
właściwości fizyczne, a nie chemiczne) i poprzez manipulacje stężeniem powinno dawać możliwość
regulacji wielkości porów, a co za tym idzie umożliwiać wybór zakresu separacji cząsteczek.
Najczęściej stosuje się żele złożone z wielocukrów: agaroza (agarobioza = galaktoza + 3,6anhydrogalaktoza poliakryloamid ( akryloamid + N,N’-metylenobisakryloamid)
Typowy żel poliakryloamidowy wygląda następująco (Rys. Figure 1):
Typowy żel poliakrylowy.
Główne rodzaje nośników elektroforetycznych
Żele agarozowe — Rozmiary porowatości agarozy można regulować stosując jej różne
stężenia. Im wyższe stężenie tym bogatsze usieciowanie i drobniejsze pory. Zwykle
przygotowuje się żele o stężeniach agarozy 0,4-4,0% i stosuje się je w aparatach do
elektroforezy poziomej. Zaleta: możliwość separacji dużych makrocząsteczek białkowych, oraz
fragmentów kwasów nukleinowych (50 - 30 000 bp). Wada: słaba wytrzymałość mechaniczna i
trudność utrwalania po rozdziale.
Żele poliakrylamidowe — umożliwiają separację makrocząsteczek białkowych o masach
rzędu 5 kDa - 300 kDa lub polinukleotydów o wielkości 5 - 2 000 par zasad. Przygotowywane
są z roztworu monomerów akrylamidu i substancji sieciujących. Jako substancję sieciującą
stosuje się N,N.-metylenobisakrylamid (bis-akrylamid). Reakcję polimeryzacji, można
zainicjować chemicznie poprzez zastosowanie nadsiarczanu amonu w obecności katalizatora
N,N,N.,N.-tetrametyletylenodiaminy (TEMED). Gęstość sieciowania oraz rozmiary porów
można regulować poprzez dobór stężenia akrylamidu i bisakrylamidu. Uwaga! Akrylamid w
postaci monomerycznej jest bardzo silną neurotoksyną.
Jeżeli przedmiotem separacji jest mieszanina białek o zróżnicowanych masach, wskazanym jest
zastosowanie żelu gradientowego o narastającej, wraz z dystansem migracji, gęstości sieciowania.
Na jego wejściu rozmiary porów są duże i pozwalają migrować zarówno dużym jak i znacznie
mniejszym makrocząsteczkom. W tym obszarze pozostają duże makromolekuły. Ze wzrostem
dystansu migracji usieciowanie wzrasta i następuje separacja średnich i małych cząsteczek.
Rodzaje komór elektroforetycznych
(podział ze względu na sposób umieszczenia nośnika elektroforetycznego)
Elektroforeza kapilarna HPCE (ang. high performance capillary
electrophoresis)
Elektrolit wypełnia kapilarę o wewnętrznej średnicy 50 - 100 μm i długości 20-30 cm. Końce kapilary
zanurzone są w zasobnikach z elektrolitami. Kapilara wypełniona jest swobodnym elektrolitem
(elektroforeza swobodna) lub porowatym nośnikiem (elektroforeza na nośniku).
Elektroforeza pionowa
Nośnik elektroforetyczny wypełnia szklane rurki lub znajduje się pomiędzy dwoma płytkami
rozdzielonymi przekładkami dystansowymi. Górna część nośnika jest przykryta warstwą elektrolitu.
Elektroforeza pozioma
Nośnik umieszczony jest w płaszczyźnie poziomej. Zaletą tego rozwiązania jest brak wycieków
elektrolitu oraz możliwość łatwego odprowadzenia ciepła generowanego w trakcie przepływu prądu.
Barwienie próbek
Białka najczęściej wybarwia się stosując naturalne barwniki, takie jak błękit kumassi. Barwnik
dodawany jest do roztworu utrwalającego położenie białka w żelu .Można w ten sposób znaleźć 1 μg
białka w prążku. Bardziej czułą metodą jest barwienie srebrem. Metoda ta pozwala oznaczyć 10 ng
białka w prążku.
Barwienie fluoroforami
Barwniki fluorescencyjne (np. ANS lub bromek etydyny) pozwalają na uwidocznienie
makrocząsteczek po zakończeniu elektroforezy lub wybarwienie przed separacją. Znaczniki
uwidaczniają położenie prążków w świetle UV lub widzialnym. Czułość detekcji jest porównywalna z
barwieniem srebrem lub jest nieco lepsza.
Znakowanie radioizotopowe
Bardzo wysoka czułość detekcji. Znakowanie makrocząsteczek (białek) radioizotopami odbywa się
przed procesem separacji elektroforetycznej, często na etapie ich syntezy.
Immunobarwienie
Selektywne barwienie białek i peptydów na membranach przy zastosowaniu specyficznych
przeciwciał znakowanych fluorescencyjnie, enzymatycznie lub radioizotopowo
Barwienie enzymatyczne
Wizualizacja enzymów, które w wyniku katalizy produkują barwny substrat.
Dokumentacja rezultatów rozdziałów elektroforetycznych
Znane są następujące metody dokumentacji rozdziałów elektroforetycznych:
1. Suszenie żeli poliakrylamidowych pomiędzy warstwą bibuły i celofanu lub pomiędzy dwoma
warstwami celofanu. Żele agarozowe nie poddają się tej formie dokumentowania.
2. Sporządzenie fotografii żelu.
a. technika autoradiografii lub autoluminescencji dla makrocząsteczek znakowanych
radioizotopowo, lub immunoenzymatycznie z zastosowaniem substratów
chromogennych.
b. wykorzystanie kamer cyfrowych, obraz przechowywany jest w formie elektronicznej.
c. skanery optyczne, umożliwiające przetwarzanie na formę elektroniczną obrazu żeli i
membran, detekcja z zastosowaniem znaczników fluorescencyjnych, substratów
chromogennych i radioizotopów.
Analiza ilościowa i jakościowa żeli elektroforetycznych
Analiza jakościowa, mająca na celu pokazanie obecności danego białka i określenie jego względnej
migracji w nośniku elektroforetycznym może być wykonana przez porównanie położenia
poszczególnych prążków i opisanie zaobserwowanego obrazu.
Analiza ilościowa wymaga zastosowania technik rachunkowych, uwzględniających zarówno
informację o położeniu analizowanych prążków, jak i o intensywności wybarwienia tych prążków. Do
tego celu stosuje się technikę densytometrowania analizowanego żelu, membrany lub ich
elektronicznie przetworzonych obrazów.
Uzyskane w ten sposób dane liczbowe pozwalają na:
określenie masy cząsteczkowej (MW), wartości punktu izolektrycznego (pI) lub liczby par
zasad analizowanej makrocząsteczki w porównaniu z zastosowanymi wzorcami;
określenie ilości molekuł w prążku na podstawie porównania ze znaną ilością tych molekuł w
prążkach na sąsiednich ścieżkach;
określenie sekwencji nukleotydów.
Ogólne reguły przygotowania próbek do elektroforezy
1. Próbka nie może zawierać zbyt dużej ilości soli.
2. Separacja makrojonów zależy od ich ilości w próbce. Zbyt mała ilość makrojonów, powoduje
trudności w ich detekcji, a zbyt duża ich ilość pogarsza warunki separacji.
3. Ilość makrocząsteczek poddających się prawidłowej separacji zależy od grubości nośnika,
szerokości ścieżki, objętości nanoszonej próbki oraz od liczby różnych makrocząsteczek w
próbce.
4. Często obciąża się próbkę dobrze rozpuszczalną substancją pozbawioną ładunku
elektrycznego. Dodatek taki pozwala na umieszczenie próbki bezpośrednio na powierzchni żelu
bez zbędnego mieszania jej z elektrolitem.
5. Próbka powinna być zabarwiona tak, aby można było obserwować jej nanoszenie na nośnik.
Eliminuje to możliwość pomyłkowego naniesienia dwóch lub więcej próbek na tę samą ścieżkę
rozdziału.
Rodzaje elektroforezy
Elektroforeza kapilarna
Umożliwia rozdział próbek o stężeniach attomoli, przy wysokich napięciach:
Przyłożenie napięcia powoduje wytwarzanie ciepła — co niekorzystnie wpływa na rozdzielczość.
Zwykle ograniczenie stosowanego napięcia 300-500 V.
W cienkiej kapilarze stosunek powierzchnia/objętość jest bardzo korzystny jeśli chodzi o dyssypację
produkowanego ciepła. Można wtedy używać wyższych napięć. Typowa średnica wewnętrzna
kapilary 10-100 μm, zewnętrzna 300 μM, długość 10-100 cm. Kapilara wypełniona jest buforem lub
żelem. Możliwe napięcie 5-50 kV.
Korzyści
Rozdział w ciągu kilku minut substancji o stężeniu attomolowym.
Niskie zużycie reagentów.
Ze względu na możliwość stosowania różnych buforów możliwość rozdziału struktur o
wielkości od atomów do całych komórek.
Elektroforeza natywna
Stosowana w przypadku białek aktywnych biologicznie o prawidłowej strukturze czwartorzędowej
Separacja dzięki różnicy ładunków własnych białek
Ruchliwość cząsteczek jest związana z ładunkiem netto białka, jego masą i kształtem.
Metoda stosowana do wyznaczenia masy białka dzięki porównaniu ruchliwości białka o nieznanej
masie z ruchliwością białek o znanej masie i podobnym kształcie.
Przygotowanie próbki do badań
Próbka powinna być:
rozpuszczona w buforze nie powodującym denaturacji separowanych makrocząsteczek.
Przygotowywana i przechowywana w niskiej temperaturze - zabezpieczenie przed degradacją
proteolityczną. W tym samym celu można do próbki dodać inhibitorów proteaz serynowych
(PMSF i EDTA).
Pozbawiona nadmiaru soli poprzez dializę lub filtrację żelową.
Zrównoważona elektrolitem, który wypełnia nośnik elektroforetyczny.
Gęstość próbki można podwyższyć przez dodanie glicerolu (10%) i zabarwić przy pomocy
0,25% błękitu bromofenolu (ang. bromophenol blue).
Nie denaturujemy próbki (chemicznie lub termicznie)!
Zaletą metody jest możliwość odzyskania cząsteczek białkowych w stanie aktywności biologicznej.
Wadą - stosunkowo słaba rozdzielczość.
Elektroforeza denaturująca
Często spotykana nazwa: SDS-PAGE od „SDS polyacrylamide gel electrophoresis” Zdenaturowane
białko wędruje w polu elektrycznym jako rozwinięty monomer (brak aktywności biologicznej i
struktury czwartorzędowej).
SDS — silny detergent jonowy (ang. sodium dodecyl sulfate) o hydrofobowym łańcuchu
węglowym i polarnej siarczanowej głowie. SDS denaturuje białko i nadaje mu ładunek
ujemny niezależny od wewnętrznego ładunku białka i masy. Ruchliwość kompleksu
białko-SDS jest zależna do jego masy.
Ograniczenie SDS-PAGE
Założenie, ze białka są sferami z równomiernym rozkładem ładunku. Uzyskana ta metodą masę
określa się jako masę pozorną, ponieważ odnosi się do porównania z innymi białkami (np.
glikoproteiny poruszają się wolniej ze względu na to, że SDS nie wiąże się do części cukrowych).
Elektroforeza w obecności SDS — przygotowanie próbki do badań
Białka zawarte w próbce powinny być zdenaturowane przez dodanie 1-2% SDS (w pH 7,0 - 9,0)
i gotowane w ciągu 3-4 minut.
W celu rozbicia wiązań dwusiarczkowych do próbki należy dodatkowo dodać czynnik
redukujący: 1% merkaptoetanol lub DTT (ditiotreitol) oraz 10 mM EDTA.
Próbka powinna być odsolona (dializa lub filtracja żelowa) i zrównoważona elektrolitem
wypełniającym nośnik na który będzie naniesiona.
Do próbki można dodać glicerol (10%) oraz błękit bromofenolu (0,25%), uzyskując w ten
sposób wyższą gęstość próbki i jej intensywne zabarwienie. Bezpośrednio przed naniesieniem
na żel próbkę należy odwirować aby usunąć wszystkie nierozpuszczone składniki.
Korzyści z wykorzystania SDS
Zdecydowana większość białek jest rozpuszczalna w elektrolitach zawierających SDS,
szczególnie po redukcji mostków dwusiarczkowych.
Separacja białek odbywa się zgodnie z ich masami cząsteczkowymi.
Barwienia kompleksów białko-SDS jest znacznie wydajniejsze niż samego białka.
Obecność SDS eliminuje enzymatyczną degradację białek w trakcie separacji.
Wada — białko w formie zdenaturowanej.
W wielu przypadkach mostki dwusiarczkowe stabilizują strukturę białek. Za pomocą związków
redukujących (beta-merkaptoetanol, DTT) zrywa się utworzone mostki. Analiza elektroforetyczna z
zastosowaniem związku redukującego i bez umożliwia ustalenie liczby mostków solnych w białku.
Zamiast SDS można użyć mocznika, który wiąże się z białkiem w sposób odwracalny. Wtedy nie
nadaje się białku ładunku, w związku z czym porusza się ono zgodnie z własnym wewnętrznym
ładunkiem, pomimo stanu zdenaturowanego.
Ogniskowanie izoelektryczne, IEF (isoelectric focusing)
pH środowiska wpływa na ładunek netto białka (niskie pH — dodatni, wysokie pH — ujemny).
Punkt izoelektryczny pI — pH przy którym ładunek netto cząsteczki jest równy 0 (zależnie od
składu aminokwasowego i modyfikacji potranslacyjnych). Jest to biofizyczny parametr
charakteryzujący białko, który wyznaczamy poprzez ogniskowanie izoelektryczne.
W warunkach standardowych (temperatura, skład buforu) pI jest stałe dla danego białka.
Uzyskanie stabilnego gradientu pH (trudne ze względu na dyfuzję) odbywa się przy pomocy :
a. amfolinów (komercyjnie dostępne, syntetyczne heteropolimery oligoamino- i
oligokarboksylowych kwasów, które w polu elektrycznym ustawiają się w kolejności wartości
pI tworząc gradient.
b. pochodnych akryloamidu zawierających słabe, zasadowe lub kwaśne grupy. Mieszane są razem
w obecności akryloamidu tworząc żel poliakryloamidowy. Odpowiednio dobierając pochodne
uzyskuje się różne gradienty pH. Można stworzyć bardzo wąski zakres gradientu co umożliwia
lepszą rozdzielczość pI białek niż w przypadku amfolitów.
Przygotowanie próbki
Próbka pozbawiona soli i substancji buforujących (dializa, filtracja żelowa).
W przypadkach, gdy białka nie są rozpuszczalne w czystej wodzie, można próbować pozostawić
próbkę w buforze sprzyjającym rozpuszczeniu białka. Jednak stężenie jonów i substancji
buforujących powyżej 50 mM może być przyczyną kłopotów w uzyskaniu dobrej separacji
makrocząsteczek.
Białko umieszczone w gradiencie pH migruje do punktu o wartości pI(w obecności markerów o
znanym pI). Wypadkowy ładunek makrocząsteczki równa się wtedy zeru i obojętna elektrycznie
makrocząsteczka zatrzymuje się nie doznając działania sił pola elektrycznego. Uzyskuje się w ten
sposób separację molekuł białkowych zgodnie z ich wartościami pI.
Dwuwymiarowa SDS-PAGE
Za pomocą elektroforezy jednowymiarowej można rozdzielać do 100 różnych białek. Jeśli w próbce
jest ich więcej stosuje się elektroforezę dwukierunkową (2D). Jest ona połączeniem dwóch, a czasami
trzech podstawowych rodzajów elektroforezy.
Procedura rozpoczyna się od separacji białek techniką ogniskowania izoelektrycznego. Pierwszy
kierunek (wymiar) elektroforezy 1D wykonuje się przy pomocy elektroforezy pionowej lub poziomej.
Następnie nośnik zawierający rozdzielone białka przenoszony jest na elektroforezę płytową w celu
wykonania separacji według mas cząsteczkowych. Na tym etapie może być stosowana elektroforeza
denaturująca lub natywna. Po zakończeniu procedury 2D i wybarwieniu żelu uzyskuje się
dwuwymiarową mapę rozkładu cząsteczek białek, w funkcji wartości pI oraz masy cząsteczkowej.
Metoda umożliwia rozdzielenie kilku tysięcy białek, nawet z ekstraktu bakteryjnego (jest mało
prawdopodobne by białka miały te samą masę i pI).
Zastosowanie: separacja mutantów białkowych, test, które z białek pojawiają się na kolejnych
etapach rozwoju komórki.
Immunoelektroforeza
Przeciwciała to białka zaprojektowane do rozpoznawania antygenów. Ze względu na ich
specyficzność są one molekularnymi próbnikami użytecznymi w badaniach struktury białek,
makromolekularnych kompleksów i wirusów. Przeciwciała (uzyskiwane ze zwierząt laboratoryjnych
— królików i myszy) umożliwiają specyficzną detekcję białek w mieszaninie wiążąc się z antygenem
białka, które chcemy zidentyfikować.
Immunoelektroforeza jest to połączenie elektroforetycznej separacji cząsteczek z immunodetekcją.
Stosowane żele mają duże pory stosownie do wielkości przeciwciał i antygenów.
Immunodetekcja służy identyfikacji próbek makromolekuł, niemożliwej do wykonania inną metodą.
Immunodetekcja, blotting
Przeniesienie próbki na mechanicznie stabilną membranę jest nazywane blottingiem
Białko z antygenem wiąże się z membraną nitrocelulozową.
Wiązaniu niespecyficznemu zapobiega wysycenie miejsc wiążących niespecyficznie przez
białko nie zawierające antygenu, np. BSA.
Dodawany roztwór przeciwciała pozwala na specyficzne wiązanie przeciwciała z antygenem.
Następnie kompleks jest wiązany z przeciwciałem drugorzędowym, specyficznie wiążącym się
z przeciwciałem pierwszorzędowym i połączonym z enzymem, który przerabia dodany substrat
w barwny produkt. W ten sposób identyfikuje się położenie antygenu a przez to poszukiwanego
białka.
Western blotting (białka)
1.
2.
3.
4.
5.
6.
SDS-PAGE.
Transfer na nitrocelulozę.
Zablokowanie niespecyficznego wiązania antygenów.
Wiązanie przeciwciał pierwszorzędowych.
Wiązanie przeciwciał drugorzędowych.
Wizualizacja.
Southern blotting (DNA)
1.
2.
3.
4.
5.
Trawienie restrykcyjne DNA
Elektroforeza na żelu agarozowym
Denaturacja w warunkach alkalicznych
Przeniesienie na nitrocelulozę
Hybrydyzacja ze znacznikami (etykietowane, znane fragmenty DNA lub oligonukleotydy).
Northern blotting (RNA)
1. Denaturacja RNA formaldehydem
2. Dalej postępowanie podobne jak w przypadku DNA, membrana nitrocelulozowa zastąpiona
przez membranę nylonową.
W przypadku polipeptydów membranę nitrocelulozową można zastąpić membraną PVDF.
Immunoelektroforeza dyfuzyjna
Służy do jakościowego oznaczenia antygenów w serum, ekstraktach komórkowych i innych
preparatach.
1. Elektroforetyczny rozdział antygenów w żelu agarozowym.
2. W żelu znajduje się rynna, do której po elektroforezie wlewany jest roztwór przeciwciał
3. Przeciwciała i antygen dyfundują i wiążą się ze sobą wytrącając i tworząc charakterystyczne
łuki osadowe.