izolacja całkowitego rna z roślin
Transkrypt
izolacja całkowitego rna z roślin
ćwiczenie 2 IZOLACJA CAŁKOWITEGO RNA Z ROŚLIN Izolacja RNA jest pierwszym etapem prac mających na celu poznanie ekspresji badanych genów. RNA po izolacji może być wykorzystany do następujących celów. 1. Ustalenia czy dany gen ulega ekspresji w badanym układzie biologicznym. Ekspresję badanych genów można stwierdzić wykorzystując amplifikacji typu RT-PCR lub test hybrydyzacji. 2. Klonowania cDNA. Cząsteczki RNA, po przepisaniu na cDNA w reakcji RT-PCR, mogą zostać wklonowanie do wybranego wektora genetycznego. Pula cząsteczek cDNA reprezentujących wszystkie mRNA danej tkanki stanowi bibliotekę cDNA. 3. Poznania budowy badanego genu. Sekwencja cDNA danego genu, może zostać porównana z sekwencją genomową tego genu, co umożliwia identyfikację pozycji eksonów i intronów a także końca 3’ transkryptu. Koniec 5’ transkryptu można zlokalizować wykorzystując test primer-extension. Długość cząsteczek mRNA badanych genów można ustalić za pomocą hybrydyzacji typu Northern-blot. 4. Ustalenia poziomu ekspresji badanych genów za pomocą real time PCR lub hybrydyzacji typu Northern-blot. Stosowane metody izolacji RNA powinny umożliwiać uzyskanie RNA niezdegradowanego, o wysokim stopniu czystości. Izolacja mRNA przebiega zasadniczo w podobnych etapach jak izolacja DNA. Główne różnice wynikają z następujących faktów. 1. RNA jest znacznie bardziej narażony na degradację niż DNA. W materiale biologicznym oraz w środowisku zewnętrznym obecna jest duża ilości bardzo aktywnych i stabilnych rybonukleaz. Nawet po zastosowaniu wysokiej temperatury, np. 100oC, a także w obecności detergentów, tj. SDS, enzymy te zachowują wysoką aktywność. Ponadto, wiele rybonukleaz nie wymaga dla swej aktywności kofaktorów, np. jonów dwuwartościowych, w związku z czym aktywności tych enzymów nie możemy zablokować stosując EDTA. Dlatego podczas izolacji RNA do inaktywacji RNaz należy stosować bardzo silne związki degradujące białka, takie jak chlorowodorek guanidyny lub izotiocjanian guanidyny. Związki te, oprócz degradacji rybonukleaz, umożliwiają również zniszczenie struktur komórkowych. RNazy powinny zostać również usunięte ze sprzętu używanego do izolacji. Do tego celu stosuje się inhibitory RNaz, tj. DEPC (dietylopirowęglan). W postaci 0,1% roztworu wykorzystujemy go do płukania sprzętu mającego kontakt z RNA oraz do przygotowywania niektórych buforów. Roztwór ten po autoklawowaniu inaktywującym DEPC, używany jest również do przechowywania RNA jako tzw. H2ODEPC. Należy pamiętać, że 0,1% DEPC nie poddany inaktywacji inhibuje aktywność enzymów służących do prac z RNA, np. odwrotnej transkryptazy. Kolejnym, często stosowanym inhibitorem RNaz, jest tzw. RNazin - białko które inaktywuje RNazy wiążąc się z nimi. Inhibitor ten może towarzyszyć RNA podczas przechowywania oraz podczas reakcji enzymatycznych, gdyż nie powoduje inhibicji innych enzymów. 2. Podczas izolacji RNA należy usunąć towarzyszący mu DNA. W tym celu stosuje się między innymi ekstrakcję fenolem o niskim pH. Kwaśny fenol powoduje usunięcie nadmiaru DNA z roztworu. Dokładne usunięcie resztek DNA z preparatu można natomiast uzyskać wykonując trawienie DNA-zą wolną od RNA-az. RNA pozbawiony DNA można również uzyskać wytrącając RNA w LiCl lub stosując wirowanie w dwustopniowym gradiencie tiocianianu guanidyny i CsCl. 3. W komórkach eukariotycznych cząsteczki rRNA, tRNA oraz RNA niskocząsteczkowy stanowią łącznie ok. 80-98% RNA komórkowego. Dlatego, jeżeli interesuje nas tylko pula mRNA, należy zastosować dodatkowy etap izolacji, podczas którego usuwamy z preparatu pozostałe kwasy rybonukleinowych. Stosowane w tym celu techniki wykorzystują fakt, że cząsteczki mRNA na 3’ końcach zawierają sekwencje poli(A). Sekwencje te mogą zostać związane z cząsteczkami poli(T) przyłączonymi do stałego podłoża np. w kolumnach chromatograficznych lub na kuleczkach magnetycznych. Cząsteczki RNA nie związane z podłożem są następnie odmywane a oczyszczone cząsteczki mRNA poddawane są elucji. Po rozdziale elektroforetycznym całkowitego RNA w żelu agarozowym najlepiej widoczne są frakcje rRNA. Ich obraz może być wykorzystany jako orientacyjny marker mas cząsteczkowych, gdyż znane są wielkości podstawowych frakcji rRNA występujących u poszczególnych organizmów (Tab.1). Ponadto intensywność prążków rRNA, np. 23S, 18S, informuje nas o jakości preparatu, gdyż ich zanikanie świadczy o postępującej degradacji RNA. Frakcje mRNA, ze względu na ich niewielką ilość w preparacie oraz zróżnicowaną wielkość, charakterystyczną dla poszczególnych genów, nie są widoczne na żelach po rozdziale RNA całkowitego. Tab. 1 Wielkości cząsteczek rRNA różnych gatunków Organizm Mysz (Mus musculus) Człowiek (Homo sapiens) Drożdże (S.cerevisiae) E. coli Tytoń (Nicotiana tabacum) rRNA Wielkość (kb) 18 S 28 S 18 S 28 S 18 S 26 S 16 S 23 S 16 S 18 S 23 S 25 S 1,9 4,7 1,9 5,0 2,0 3,8 1,5 2,9 1,5 1,9 2,9 3,7 Rys. 1 Fotografia przedstawia rozdział elektroforetyczny RNA pochodzący z różnych organizmów. Widoczne prążki reprezentują dojrzałe cząsteczki rRNA. Materiały Tab.2 Bufory do izolacji i rozdziału elektroforetycznego RNA. Bufor homogenizacyjny Buf. elektroforetyczny 10 x MOPS 0,2 M MOPS pH 7,0 37 % formaldehyd - 187 μl 25 mM cytrynian sodu pH 7,5 50 mM octan sodu 100 % formamid – 562 μl 0,5 % sarkozyl 10 mM EDTA 10 x MOPS – 112 μl 4M tiocjanian guanidyny 0,1 M β-merkaptoetanol - dodać bezpośrednio przed użyciem guanidine thiocyanate Przygotowanie buforu denaturujący do RNA DEPC 10 mg/ml Bromek etydyny – 10μl H2ODEPC - 129 μl (do 1 ml) Odczynniki i sprzęt - bufory tab. 2 octan sodu pH 4,0; 2 M Fenol kwaśny pH 4,0 (nasycony H2O DEPC) Chloroform - 75 % etanol izopropanol H2ODEPC 37 % formaldehyd 0,1 % DEPC - Bufor LB do RNA rękawiczki nożyczki moździerz probówki eppendorfa - tipsy blok grzejny sprzęt i odczynniki do elektroforezy agarozowej Postępowanie 1. 100mg materiału roślinnego, roztartego w ciekłym azocie, zawiesić w 400 μl buforu homogenizacyjnego. Uwaga - izotiocjanian guanidyny obecny w buforze jest substancją żrącą. Pracę z nim należy wykonywać tylko w rękawiczkach i przy zachowaniu dużej ostrożności! 2. Zawiesinę inkubować w ciemnym miejscu, w temp. pokojowej przez ok. 0,5 godz. 3. Do mieszaniny dodać 1/10 obj. 2M octanu sodu pH 4,0 (40μl) i 1 obj. kwaśnego fenolu (440μl). Całość wytrząsać przez 5 min. 4. Do próby dodać 200 μl chloroformu i kontynuować homogenizację przez 5 min. Jeżeli preparat nie ulega rozwarstwieniu na dwie fazy, należy dodać niewielką ilość chloroformu. 5. Całość wirować w mikrowirówce przez 10 min przy 12 tys. rpm. 6. Fazę wodną, która zawiera RNA, przenieść do nowej probówki eppendorfa i dodać do niej 1 obj. chloroformu. Całość wytrząsać przez 1 min. a następnie wirować 5 minut przy 12 tys. rpm. 7. Fazę wodną przenieść do nowej probówki eppendorfa. RNA wytrącić dodając 1 obj. izopropanolu. 8. Wytrącony RNA odwirować przy 12 tys. rpm przez 10 min w +4oC. 9. W celu usunięcia resztek buf. homogenizacyjnego osad RNA przemyć 100μl 75% etanolu i odwirować przez 3 min. 10. Dokładnie usunąć resztki etanolu i osuszyć osad. 11. Rozpuścić RNA w 20 μl H2ODEPC. 12. Ilość i jakość wyizolowanego RNA sprawdzić elektroforetycznie. Pozostałą część preparatu można przechowywać w –20oC. 13. Do 5 μl preparatu dodać 1 obj. buforu denaturującego do RNA. Uwaga: bufor ten zawiera bromek etydyny! Całość denaturować przez 5 min w +65oC. 14. Schłodzić preparat w lodzie a następnie dodać 2 μl buforu LB i całość nałożyć na żel denaturujący. 15. Nałożyć preparat na 1,5% denaturujący żel agarozowy. 16. Elektroforezę prowadzić w buforze 1x MOPS przy napięciu 100 V. 17. Po zakończeniu elektroforezy żel analizujemy w świetle UV. Przygotowanie żelu denaturującego 1. Przygotowanie aparatu do elektroforezy RNA. W celu pozbycia się RNA-az aparat do elektroforezy należy umyć detergentem, przepłukać 0,1% roztworem DEPC i wytrzeć do sucha ligniną z etanolem. 2. Przygotowanie 1,5% żelu agarozowego (50 ml). Do 0,7g agarozy dodać do 42,5 ml wody i zagotować. Po schłodzeniu agarozy do ok. +65oC dodać 5 ml 10x st. buforu MOPS oraz 2,5 ml 37% formaldehydu a następnie całość wylać do uprzednio przygotowanego aparatu elektroforetycznego. Uwaga - wszystkie te czynności wykonać w dygestorium przy włączonym nawiewie. Opary formaldehydu są trujące. 3