Właściwości białek

BADANIE WŁAŚCIWOŚCI FIZYKOCHEMICZNYCH BIAŁEK
Właściwości amfoteryczne białek
a) Do jednej probówki odmierzyć 5 ml wody, a do drugiej 5 ml
0,5% roztwory żelatyny. Do probówek dodać kilka kropli
zieleni bromokrezolowej i miareczkować 0,01 M HCl aż do
żółtego zabarwienia.
b) Powtórzyć doświadczenie używając jako wskaźnika błękit
bromotymolowy i 0,01 M NaOH. Miareczkować do uzyskania
barwy niebieskiej.
Porównać wyniki miareczkowania w probówce z wodą i w probówce z białkiem.
Denaturacja cieplna białek
Ogrzać do zagotowania 2 ml roztworu białka jaja kurzego. Tworzy się biały osad
wytrąconego białka. Osad jest wyraźniejszy po dodaniu odrobiny NaCl lub zakwaszeniu
kwasem octowym.
Denaturacja białek stężonym kwasem azotowym
Do probówki odmierzyć około 1 ml stężonego roztworu HNO3 i następnie po ściance
nachylonej probówki dodać wolno około 1 ml roztworu białka jaja kurzego tak, aby nie
ulegając zmieszaniu nawarstwił się na roztwór kwasu. Na granicy obu cieczy powstaje biały
pierścień zdenaturowanego i skoagulowanego białka.
Działanie etanolu na białko
Do probówki dodać 1 ml roztworu białka jaja kurzego i 2 ml 96% etanolu. Po godzinie
rozcieńczyć zawartość probówki wodą. Strąt nie rozpuszcza się.
Strącanie białka za pomocą kationów (soli metali ciężkich)
a) Do 2 ml roztworu białka jaja kurzego dodać kilka kropli 1% FeCl3. Wytrąca się
brunatny osad białczanu żelazowego, który rozpuszcza się w nadmiarze odczynnika.
b) Do 2 ml roztworu białka jaja kurzego dodać kilka kropli CuSO4. Powstaje
jasnobłękitny osad białczanu miedziowego rozpuszczający się w roztworze 0,01 M
NaOH, dając kolor fioletowy (reakcja biuretowa).
Strącanie białka za pomocą anionów
a) Do 1 ml roztworu białka jaja kurzego dodać 1 ml 10% CCl3COOH (TCA).
b) Do 1 ml roztworu białka jaja kurzego dodać kilka kropli 20% roztworu kwasu
sulfosalicylowego.
1
Dializa kazeiny i glicyny
Do woreczka dializacyjnego odmierzyć po 20 ml roztworu kazeiny i glicyny.
Woreczek zawiesić na bagietce umocowanej poziomo i zanurzyć w zlewce tak, aby nie
dotykał do dna. Przygotować dwa statywy oznaczone symbolami I i II, w każdym po 12
probówek oznaczonych symbolami 1N, 1B, 2N, 2B…..6N, 6B. Do zlewki wlać wodę
destylowaną tak, aby jej poziom nieznacznie przekraczał poziom cieczy w woreczku
dializacyjnym. W czasie 0, 15, 30, 45, 60, 90 i 120 minut od początku dializy pobierać pipetą
po 3 ml roztworu z woreczka dializacyjnego i po 3 ml ze zlewki. Przenieść każdorazowo
połowę pobranej próby (tj. 1,5 ml) do probówki oznaczonej literą N, a drugą połowę do
probówki oznaczonej literą B. Roztwór z woreczka dializacyjnego przenieść do probówek w
statywie I, a roztwór ze zlewki do probówek w statywie II. Po zakończeniu doświadczenia do
probówek z literą N dodać po 0,3 ml ninhydryny i gotować we wrzącej łaźni wodnej przez 5
min. Wynik reakcji zaznaczyć zależnie od powstającego zabarwienia na +, ++, +++, ++++.
Do probówek oznaczonych literą B dodaje się 0,2 ml 10% NaOH i po 3 krople 0,5% CuSO4.
1
Analiza
dializatu I
Analiza
dializatu II
r. ninhydrynowa
r. biuretowa
r. ninhydrynowa
r. biuretowa
2
3
4
N
B
N
B
ZALECANA LITERATURA:
Ćwiczenia z biochemii pod redakcją L. Kłyszejko-Stefanowicz, str: 232-246
2
5
6